2.4. Enzyme activity assaysAll enzy

2.4. Enzyme activity assays
All enzyme activities were determined using a PowerWavex
microplate scanning spectrophotometer (Bio-Tek Instruments, USA).
Total protease activity was determined by the casein-hydrolysis
method of Hidalgo et al. (1999), previously described by Walter
(1984), at seven pH values within the physiological range of the
digestive tract assayed in fish (Hidalgo et al., 1999; Furné et al., 2005).
Buffers for each pH assays were: 0.1 M KCl–HCl pH 1.5, 0.2 M glycine–
HCl pH 3.0, 0.1 M citrate–0.2 M phosphate pH 4.0 and 7.0, 0.1 M Tris–
HCl pH 8.5 and 9.0 and, 0.1 M glycine–NaOH pH 10.0. A reaction
mixture containing casein at 1% (w/v) (0.25 mL), buffer (0.25 mL)
and supernatant from the homogenates (0.1 mL) was incubated for
1 h at 37 °C. The reaction was stopped by adding 0.6 mL 8% (w/v)
trichloroacetic acid solution; kept for 1 h at 2 °C; centrifuged at 1800 g
for 10 min and the supernatant absorbance was measured at 280 nm
against blanks. For the blank preparation, the supernatant from the
homogenates was added at the end of the incubation period, just
before adding trichloroacetic acid. Tyrosine solution was used as
standard. One unit of enzyme activity was defined as the amount of
enzyme needed to catalyze the formation of 1.0 μmol of tyrosine per
min.
α-Amylase activity was determined by the starch-hydrolysis
method of Hidalgo et al. (1999), according the Somogyi–Nelson
colorimetric method, described by Robyt and Whelan (1968). A
reaction mixture containing 2% (w/v) starch solution (0.125 mL),
0.1 M citrate–phosphate buffer at pH 7.5 (0.125 mL) and supernatant
from the homogenates (0.05 mL) was incubated for 1 h at 37 °C. After
this incubation, the Somogyi–Nelson colorimetric method was
followed and the absorbance of samples was measured at 600 nm
against blanks. For the blanks, the supernatant from the homogenates
was added just after the incubation period. Maltose solutionwas used
as standard. One unit of amylase activity was defined as the amount of
enzyme that produced 1.0 μmol of maltose per min.
Lipase activity was determined following the method described by
Furné et al. (2005), previously described by Bier (1955), consisting of
degrading triacylglycerol to free fatty acids. A solution of 1% polyvinyl
alcohol (PVA) and 5 mL of 0.1 N HCl in 1 L of distilled water was
heated to 75–85 °C, cooled, filtered and adjusted to pH 8.0 with 0.1 N
NaOH. Virgin olive oil was added to an aliquot of the previous solution
obtaining a substrate concentration of 0.1 M. This mixture was emulsified
for 5 min. In addition, McIlvaine buffer was prepared from 0.1 M
citric acid and 0.2 M disodium phosphate. A reaction mixture
containing PVA solution-emulsified substrate (1 mL), McIlvaine buffer
at pH 8.0 (0.5 mL), and supernatant from the homogenates (0.5 mL)

ผลลัพธ์ (ไทย) 1:

2.4 เอนไซม์กิจกรรม assays
กิจกรรมของเอนไซม์ทั้งหมดถูกกำหนดโดยใช้การ PowerWavex
microplate สแกนเครื่องทดสอบกรดด่าง (เครื่องไบโอ-Tek สหรัฐอเมริกา) .
รติเอสรวมกิจกรรมกำหนด โดยเคซีนไฮโตรไลซ์
วิธีของ Hidalgo et al. (1999), อธิบายไว้ก่อนหน้านี้ โดย Walter
(1984) ที่ 7 ค่า pH ในช่วงสรีรวิทยาของการ
assayed ในปลา (Hidalgo et al., 1999 ระบบทางเดินอาหาร Furné et al., 2005) .
บัฟเฟอร์สำหรับแต่ละค่า pH ได้ assays: 0.1 M KCl – HCl pH 1.5, glycine 0.2 M –
HCl pH 3.0, 0.1 M ซิเต – 0.2 M ฟอสเฟต pH 4.0 และ 7.0, 0.1 M ตรี –
pH glycine-NaOH ค่า pH 8.5 และ 9.0 และ 0.1 M HCl 10.0 ปฏิกิริยาการ
ส่วนผสมที่ประกอบด้วยเคซีนที่ 1% (w/v) (0.25 mL), บัฟเฟอร์ (0.25 mL)
และ supernatant จากการ homogenates (0.1 มล.) ที่ incubated สำหรับ
h 1 ที่ 37 องศาเซลเซียส หยุดปฏิกิริยา ด้วยการเพิ่ม 8% (w/v) 0.6 mL
กรด trichloroacetic โซลูชัน เก็บไว้ที่ 2 ° C; 1 h centrifuged ที่ 1800 g
10 นาทีและ supernatant absorbance ถูกวัดที่ 280 nm
กับว่างเปล่า สำหรับเตรียมสอบเปล่า supernatant จาก
homogenates เพิ่มเมื่อสิ้นสุดระยะฟักตัว เพียง
ก่อนเพิ่ม trichloroacetic กรด ใช้โซลูชัน tyrosine เป็น
มาตรฐาน หน่วยหนึ่งของเอนไซม์ถูกกำหนดเป็นจำนวน
เอนไซม์ที่จำเป็นในการสถาบันการก่อตัวของ μmol 1.0 ของ tyrosine ต่อ
นาที
α-Amylase กิจกรรมกำหนด โดยแป้งไฮโตรไลซ์
วิธีของ Hidalgo et al. (1999), ตาม Somogyi – เนลสัน
เหมือนวิธี โดย Robyt และ Whelan (1968) A
ผสมปฏิกิริยาประกอบด้วย 2% (w/v) แป้งโซลูชัน (0.125 มล),
01 M ซิเต – ฟอสเฟตบัฟเฟอร์ที่ pH 7.5 (0.125 มล) และ supernatant
จากการ homogenates (0.05 mL) ที่ incubated สำหรับ h 1 ที่ 37 องศาเซลเซียส หลังจาก
นี้คณะทันตแพทยศาสตร์ วิธีการเทียบเคียง Somogyi – เนลสันถูก
ตาม และมีวัด absorbance ของตัวอย่างที่ 600 nm
กับว่างเปล่า สำหรับช่องว่าง supernatant จาก homogenates
เพิ่มหลังระยะฟักตัว ใช้ solutionwas maltose
เป็นมาตรฐาน กิจกรรม amylase หน่วยหนึ่งถูกกำหนดเป็นจำนวน
เอนไซม์ที่ผลิต μmol 1.0 ของ maltose ต่อนาที
กิจกรรมเอนไซม์ไลเปสได้กำหนดตามวิธีที่อธิบายโดย
Furné et al. (2005), อธิบายไว้ก่อนหน้านี้ โดย Bier (1955), ประกอบด้วย
ลด triacylglycerol เพื่อเพิ่มกรดไขมัน การแก้ปัญหาของโพลีไวนิล 1%
แอลกอฮอล์ (PVA) และ 5 mL ของ 0.1 N HCl ในน้ำกลั่น 1 L ถูก
อุณหภูมิ 75-85 ° C ระบายความร้อนด้วย กรอง และปรับค่า pH 8.0 ด้วย 0.1 N
NaOH น้ำมันมะกอกบริสุทธิ์ถูกเพิ่มเข้าไปมีส่วนลงตัวของการแก้ปัญหาก่อนหน้านี้
รับพื้นผิวเข้มข้น 0.1 เมตร ส่วนผสมนี้ถูก emulsified
สำหรับ 5 นาที นอกจากนี้ McIlvaine บัฟเฟอร์ถูกเตรียมจาก 0.1 M
ฟอสเฟตหัวกรดซิตริกและ 0.2 M ส่วนผสมปฏิกิริยา
ที่ประกอบด้วยพื้นผิวโซลูชัน emulsified PVA (1 มล.), บัฟเฟอร์ McIlvaine
ที่ค่า pH 8.0 (0.5 มล.), และ supernatant จาก homogenates (0.5 มล.)

ผลลัพธ์ (ไทย) 3:

2.4 . เอนไซม์เอนไซม์ทั้งหมด
กิจกรรมวิเคราะห์โดยใช้เครื่องสแกน powerwavex
พื้นที่ภาคเหนือของประเทศไทย ( สหรัฐอเมริกาเครื่องมือ เทคไบโอ ) .
กิจกรรมเอนไซม์โปรติเอสรวมถูกกำหนดจากเคซีนไฮโดร
วิธี Hidalgo et al . ( 1999 ) , อธิบายไว้ก่อนหน้าโดยวอลเตอร์
( 1984 ) , ที่ 7 ค่า pH ในช่วงการทำงานของเอนไซม์ในระบบทางเดินอาหาร
ปลา ( Hidalgo et al . , 1999 ;มีรูปทุกมุมé et al . , 2005 ) .
บัฟเฟอร์ pH สำหรับแต่ละวิธี = 0.1 M HCl KCl ) pH 1.5 , 0.2 M glycine ( pH 3.0
HCl ความเข้มข้น 0.1 M ซิเตรต ( 0.2 M ฟอสเฟต pH 4.0 และ 7.0 ความเข้มข้น 0.1 M HCl และทริส–
pH 8.5 9.0 และ 0.1 M NaOH ไกลซีนและอ 10.0 . ปฏิกิริยา
ผสมที่ประกอบด้วยเคซีนที่ 1% ( w / v ) ( 0.25 ml ) บัฟเฟอร์ ( 0.25 มิลลิลิตร ) และจาก homogenates
น่าน ( 0.1 ml ) คือ 20% โดย
1 H ที่ 37 องศาปฏิกิริยาที่ถูกหยุดโดยการเพิ่ม 8 % 0.6 ml ( w / v )
โซลูชั่น trichloroacetic acid ; เก็บไว้เป็นเวลา 1 ชั่วโมง ใน 2 ° C ; ระดับ 1 , 800 g
10 นาที และทำการวัดค่าการดูดกลืนแสงที่นำ 280 nm
กับช่องว่าง สำหรับการเตรียมการว่าง , นำจาก
homogenates เพิ่มที่จุดสิ้นสุดของระยะเวลาแค่
ก่อนที่จะเพิ่มกรดไตรคลอโรอะซิติก . โซลูชั่นซีนใช้
มาตรฐานหนึ่งหน่วยของเอนไซม์ถูกกำหนดเป็นปริมาณของเอนไซม์ที่จำเป็นเพื่อกระตุ้นการพัฒนา
1.0 โมลต่อนาทีμแต่อย่างใด

กิจกรรมของแอลฟาอะไมเลสย่อยแป้งถูกกำหนดโดย
วิธี Hidalgo et al . ( 1999 ) , ตาม somogyi –เนลสัน
วิธี Colorimetric , อธิบายโดย robyt และ วีแลน ( 1968 ) เป็นปฏิกิริยาที่ผสมที่ประกอบด้วย 2
% ( w / v ) สารละลายแป้ง ( 0.125 มล. )
01 M ฟอสเฟตบัฟเฟอร์ pH 7.5 และซิเตรท ( 0.125 มล. ) และนำ
จาก homogenates ( 0.05 ml ) คือบ่มเป็นเวลา 1 ชั่วโมง ที่อุณหภูมิ 37 องศา หลังจาก
ฟักตัวนี้ somogyi –เนลสันวิธี Colorimetric
ตามและการดูดกลืนแสงของตัวอย่างถูกวัดที่ 600 nm
กับช่องว่าง สำหรับช่องว่างที่นำจาก homogenates
ถูกเพิ่มเข้ามาหลังจากฟักตัว ใช้
solutionwas มอลโตสเป็นมาตรฐาน หน่วยหนึ่งของกิจกรรมเอนไซม์อะไมเลส คือ กำหนดปริมาณของเอนไซม์ที่ผลิตสำหรับμ

ของน้ำตาลโมลต่อนาทีไลเปสถูกกำหนดตามวิธีที่อธิบายไว้โดย
เตาé et al . ( 2005 ) , อธิบายไว้ก่อนหน้า โดยเบียร์ ( 1955 ) ซึ่งประกอบด้วย
triacylglycerol กับกรดไขมันอิสระ สารละลาย 1 % โพลีไวนิลแอลกอฮอล์ ( PVA )
5 ml 0.1 N HCl ใน 1 ลิตรของน้ำกลั่น
ร้อนถึง 75 – 85 ° C , เย็น , กรองและปรับ pH 8.0
0.1 N NaOH น้ำมันมะกอกบริสุทธิ์เป็นเพิ่มเป็นส่วนลงตัวของก่อนหน้าโซลูชั่น
ได้รับตั้งต้นความเข้มข้น 0.1 เมตร ผสมนี้ถูกใช้
5 นาที นอกจากนี้ mcilvaine บัฟเฟอร์ที่เตรียมจาก 0.1 M
กรดซิตริกและ 0.2 M โซเดียมฟอสเฟต ปฏิกิริยาที่มีโซลูชั่นที่ใช้สาร PVA ผสม
( 1 มิลลิลิตรmcilvaine บัฟเฟอร์
ที่ pH 8.0 ( 0.5 มล. ) และสูงจาก homogenates ( 0.5 ml )