- ข้อความ
- ประวัติศาสตร์
2.3. Application of root exudates t
2.3. Application of root exudates to soil columns
In order to separate the chemical impact of root exudates from the physical presence of the actual root, exudates were flushed from the rhizosphere every 2 d. They were then transferred (in an unchanged form) to soil that had not been previously planted (bulk soil). This was accomplished by diverting the outflow from the root chamber to a glass column (60×36 mm I.D.) containing LTU soil. The non-sterile soil was mixed, sieved to 2 mm, and 20 g loosely packed into the glass column. Flow from the root chamber was introduced at the top of the soil column while the bottom contained layers of filter paper that allowed drainage and prevented anoxic conditions.
Three replicate systems were planted with corn. Systems were flushed with three perfusions of 100 ml, extracting water-soluble exudates from the root chamber to the soil columns. This was continued over a 90 d period. To control for the effect of nutrient and water additions to soil, three additional growth systems with soil columns were managed as above. These growth systems were, however, left unplanted.
2.4. Microbial studies
Solutions containing corn root exudates were collected from the discharge end of the root chamber, put into sterile whirlpak™ bags, and immediately stored at 4°C for no longer than a week. Solutions were then concentrated by rotoevaporation at 40°C, resuspended in distilled water, and filter sterilized (0.22 μm filter).
Total organic carbon was measured by an iodometric method where carbon is oxidized with potassium dichromate (Day and Underwood, 1986). TOC was expressed as carbon glucose equivalence.
Microbial use of exudates was monitored in Biolog™ MT microplates (Biolog, Hayward, CA, USA). Each of the 96 wells on the MT plates is preloaded with a buffered inorganic medium and tetrazolium violet redox dye which produces, when reduced by NADH, a distinct color which can be measured spectrophotometrically. Aliquots of the collected root exudates were loaded into eight replicate wells. These loadings contained approximately 10 or 20 μg of glucose-equivalent carbon. Additional wells were loaded with glucose and glutamic acid which acted as positive controls for microbial growth on readily-used carbon substrates. After addition of substrates, wells were inoculated with microbial communities extracted from the Miamian soil mentioned previously. Inoculum was prepared by extracting soil with 0.1 M (NH4)2HPO4 buffer, pH 6.8, on a wrist action shaker for 30 min. The density of the microorganisms determined by direct counts was adjusted with 0.85% NaCl to approximately 107 cells ml−1. Triplicate plates received 100 μl of the inoculum (106 cells) and were incubated for 7 d at 28°C. Utilization of the supplied carbon source by the inoculum was indicated by well color development, measured as absorption on a microplate reader set at 590 mm. Readings from control wells receiving no carbon substrate were subtracted from treatment wells.
Collected root exudates were also added to liquid cultures of soil microorganisms. Flasks (125 ml) containing 30 ml of modified minimal basal salts medium (Sutton et al., 1996) were inoculated with approximately 106 cells extracted from the Miamian soil. Glucose or root exudate was added to a final carbon concentration of 0.1 mg ml−1. Cultures were incubated on a rotary shaker set at 28°C and 150 rev min−1. The change in bacterial biomass over 3 d was measured and considered the use of these exudates as growth substrates by microorganisms in the soil inoculum. Biomass was calculated from the lipid phosphate content in the samples (Dobbs and Findlay, 1993). Biomass of the control treatments (no carbon additions to the inoculated media) was also measured.
2.5. Pyrene mineralization in rhizosphere and exudate-amended soil
To determine if root exudates alone could induce a ‘rhizosphere effect’ the mineralization of pyrene in soil removed from root exudate-treated soil columns was compared to mineralization in actual rhizosphere soil removed from corn. Soil from the exudate-amended columns was collected on day 90, and mixed thoroughly prior to use in mineralization experiments. Rhizosphere soil was collected from the roots of corn growing in pots of LTU soil. Plants were uprooted and any loosely adhering soil was shaken off. A fine brush was used to collect soil directly attached to each plant root. Approximately 5.0 g of rhizosphere soil was obtained per plant.
Pyrene mineralization in both root exudate-treated and actual rhizosphere soil was measured by serum bottle radiorespirometry (Knaebel and Vestal, 1988). Serum bottles are equipped with a small well where a filter paper wick saturated with KOH (0.5 M) is suspended. The wick traps any 14CO2 evolved within the bottle. Soil samples (2.5 g) were placed into these serum bottles and amended with 10 μl of radiolabeled [4,5,9,10-14C]pyrene (specific activity 58.7 mCi/mmol, Sigma Radiochemicals) to give a pyrene concentration of 0.02 μg g−1 soil. Soil was brought to 60–80% water holding capacity, mixed, and placed in the dark at room temperature. Wicks were removed at various times over the experimental period and analyzed on a liquid scintillation analyzer (Packard Tri Carb 2200 CA). Autoclaved soil served as the abiotic control. Triplicate serum bottles were monitored for each treatment.
In order to separate the chemical impact of root exudates from the physical presence of the actual root, exudates were flushed from the rhizosphere every 2 d. They were then transferred (in an unchanged form) to soil that had not been previously planted (bulk soil). This was accomplished by diverting the outflow from the root chamber to a glass column (60×36 mm I.D.) containing LTU soil. The non-sterile soil was mixed, sieved to 2 mm, and 20 g loosely packed into the glass column. Flow from the root chamber was introduced at the top of the soil column while the bottom contained layers of filter paper that allowed drainage and prevented anoxic conditions.
Three replicate systems were planted with corn. Systems were flushed with three perfusions of 100 ml, extracting water-soluble exudates from the root chamber to the soil columns. This was continued over a 90 d period. To control for the effect of nutrient and water additions to soil, three additional growth systems with soil columns were managed as above. These growth systems were, however, left unplanted.
2.4. Microbial studies
Solutions containing corn root exudates were collected from the discharge end of the root chamber, put into sterile whirlpak™ bags, and immediately stored at 4°C for no longer than a week. Solutions were then concentrated by rotoevaporation at 40°C, resuspended in distilled water, and filter sterilized (0.22 μm filter).
Total organic carbon was measured by an iodometric method where carbon is oxidized with potassium dichromate (Day and Underwood, 1986). TOC was expressed as carbon glucose equivalence.
Microbial use of exudates was monitored in Biolog™ MT microplates (Biolog, Hayward, CA, USA). Each of the 96 wells on the MT plates is preloaded with a buffered inorganic medium and tetrazolium violet redox dye which produces, when reduced by NADH, a distinct color which can be measured spectrophotometrically. Aliquots of the collected root exudates were loaded into eight replicate wells. These loadings contained approximately 10 or 20 μg of glucose-equivalent carbon. Additional wells were loaded with glucose and glutamic acid which acted as positive controls for microbial growth on readily-used carbon substrates. After addition of substrates, wells were inoculated with microbial communities extracted from the Miamian soil mentioned previously. Inoculum was prepared by extracting soil with 0.1 M (NH4)2HPO4 buffer, pH 6.8, on a wrist action shaker for 30 min. The density of the microorganisms determined by direct counts was adjusted with 0.85% NaCl to approximately 107 cells ml−1. Triplicate plates received 100 μl of the inoculum (106 cells) and were incubated for 7 d at 28°C. Utilization of the supplied carbon source by the inoculum was indicated by well color development, measured as absorption on a microplate reader set at 590 mm. Readings from control wells receiving no carbon substrate were subtracted from treatment wells.
Collected root exudates were also added to liquid cultures of soil microorganisms. Flasks (125 ml) containing 30 ml of modified minimal basal salts medium (Sutton et al., 1996) were inoculated with approximately 106 cells extracted from the Miamian soil. Glucose or root exudate was added to a final carbon concentration of 0.1 mg ml−1. Cultures were incubated on a rotary shaker set at 28°C and 150 rev min−1. The change in bacterial biomass over 3 d was measured and considered the use of these exudates as growth substrates by microorganisms in the soil inoculum. Biomass was calculated from the lipid phosphate content in the samples (Dobbs and Findlay, 1993). Biomass of the control treatments (no carbon additions to the inoculated media) was also measured.
2.5. Pyrene mineralization in rhizosphere and exudate-amended soil
To determine if root exudates alone could induce a ‘rhizosphere effect’ the mineralization of pyrene in soil removed from root exudate-treated soil columns was compared to mineralization in actual rhizosphere soil removed from corn. Soil from the exudate-amended columns was collected on day 90, and mixed thoroughly prior to use in mineralization experiments. Rhizosphere soil was collected from the roots of corn growing in pots of LTU soil. Plants were uprooted and any loosely adhering soil was shaken off. A fine brush was used to collect soil directly attached to each plant root. Approximately 5.0 g of rhizosphere soil was obtained per plant.
Pyrene mineralization in both root exudate-treated and actual rhizosphere soil was measured by serum bottle radiorespirometry (Knaebel and Vestal, 1988). Serum bottles are equipped with a small well where a filter paper wick saturated with KOH (0.5 M) is suspended. The wick traps any 14CO2 evolved within the bottle. Soil samples (2.5 g) were placed into these serum bottles and amended with 10 μl of radiolabeled [4,5,9,10-14C]pyrene (specific activity 58.7 mCi/mmol, Sigma Radiochemicals) to give a pyrene concentration of 0.02 μg g−1 soil. Soil was brought to 60–80% water holding capacity, mixed, and placed in the dark at room temperature. Wicks were removed at various times over the experimental period and analyzed on a liquid scintillation analyzer (Packard Tri Carb 2200 CA). Autoclaved soil served as the abiotic control. Triplicate serum bottles were monitored for each treatment.
0/5000
2.3 การประยุกต์ exudates รากดินคอลัมน์
เพื่อแยกผลกระทบสารเคมีของ exudates รากจากสถานะทางกายภาพของรากจริง exudates ถูกล้างจากไรโซสเฟียร์ทุก d 2 จะถูกโอนย้ายแล้ว (ในแบบที่ไม่เปลี่ยนแปลง) ในดินที่มีไม่ได้ก่อนหน้านี้ปลูก (ดินจำนวนมาก) นี้ถูกทำ โดยโอนกระแสออกจากหอหลักไปยังคอลัมน์แก้ว (60 × 36 มม.ประชาชน) ประกอบด้วย LTU ดิน ไม่ใส่ดินที่ผสม sieved มม. 2 และ 20 กรัมซึ่งบรรจุลงในคอลัมน์แก้ว กระแสจากหอรากถูกนำมาใช้ที่ด้านบนของคอลัมน์ดินในขณะที่ชั้นล่างที่ประกอบด้วยกระดาษกรองที่อนุญาตให้ระบายน้ำ และป้องกันสภาพ anoxic
ระบบ replicate สามที่ปลูก มีข้าวโพด มีล้างระบบ ด้วย perfusions สามของ 100 ml แยก exudates ที่ละลายในจากหอรากไปในดิน นี้ได้อย่างต่อเนื่องเป็นระยะ 90 d ควบคุมสำหรับผลของการเพิ่มธาตุอาหารและน้ำในดิน มีจัดการระบบเติบโตเพิ่มเติมสามคอลัมน์ดินด้านบน ระบบเหล่านี้เจริญเติบโตได้ อย่างไรก็ตาม ซ้าย unplanted.
2.4 ศึกษาจุลินทรีย์
exudates รากข้าวโพดที่มีถูกรวบรวมจากปลายปล่อยหอราก แก้ปัญหาใส่ลงในกระบอก whirlpak ™ถุง และจัดเก็บที่ 4° C ไม่เกินสัปดาห์ทันที โซลูชั่นเข้มข้น โดย rotoevaporation ที่ 40° C, resuspended ในน้ำกลั่น และตัวกรอง sterilized (0.22 μm กรอง) แล้วกัน
คาร์บอนอินทรีย์ทั้งหมดถูกวัด โดยวิธี iodometric การที่คาร์บอนมีออกซิไดซ์กับโพแทสเซียม dichromate (วันและ Underwood, 1986) สารบัญที่แสดงเป็นคาร์บอนกลูโคสเทียบเท่านั้น
ใช้จุลินทรีย์ของ exudates ถูกตรวจสอบใน microplates Biolog ™ MT (Biolog, Hayward, CA, USA) แต่ละบ่อ 96 บนแผ่น MT เป็นการโหลดถูกบัฟเฟอร์อนินทรีย์ปานกลางและ tetrazolium redox อมม่วงย้อมสีการผลิต เมื่อหัก NADH สีแตกต่างกันซึ่งสามารถวัด spectrophotometrically Aliquots exudates รากเก็บถูกโหลดลงในบ่อแปด replicate Loadings เหล่านี้มีอยู่ประมาณ 10 หรือ 20 μg ของคาร์บอนเทียบเท่าน้ำตาลกลูโคส บ่อเพิ่มเติมถูกโหลด ด้วยน้ำตาลกลูโคสและเมตซึ่งเนื่องบวกควบคุมการเจริญเติบโตของจุลินทรีย์บนพื้นผิวคาร์บอนพร้อมใช้ หลังจากเพิ่มพื้นผิว บ่อถูก inoculated กับชุมชนจุลินทรีย์สกัดจากดิน Miamian ที่กล่าวถึงก่อนหน้านี้ มีเตรียม inoculum โดยแยกดินกับบัฟเฟอร์ 0.1 M (NH4) 2HPO4, pH 6.8 ในเชคเกอร์การดำเนินการกับข้อมือสำหรับ 30 นาที มีการปรับปรุงความหนาแน่นของจุลินทรีย์ตามที่ตรวจนับโดยตรง ด้วย 0.85% NaCl จะประมาณ 107 เซลล์ ml−1 Triplicate แผ่นรับ μl 100 ของ inoculum (106 เซลล์) และมี incubated สำหรับ 7 d ที่ 28 องศาเซลเซียส ใช้ประโยชน์ของแหล่งให้คาร์บอนโดย inoculum ถูกตามด้วยสีพัฒนา วัดเป็นดูดซึมชุดอ่าน microplate ที่ 590 มม. อ่านจากบ่อควบคุมรับพื้นผิวคาร์บอนไม่ถูกลบออกจากบ่อบำบัด
exudates รากเก็บถูกเพิ่มไปยังวัฒนธรรมของเหลวของจุลินทรีย์ดิน น้ำ (125 ml) ประกอบด้วย 30 ml ของเกลือโรคน้อยปรับเปลี่ยนกลาง (ซัตตั้น et al., 1996) ได้ inoculated ประมาณ 106 เซลล์ที่สกัดจากดิน Miamian Exudate กลูโคสหรือรากถูกเพิ่มความเข้มข้นสุดท้ายคาร์บอนของ ml−1 0.1 มิลลิกรัม วัฒนธรรมถูก incubated ในเชคเกอร์แบบโรตารี่ที่ 28° C และ min−1 เรฟ 150 การเปลี่ยนชีวมวลแบคทีเรียกว่า 3 d ถูกวัด และพิจารณาใช้ exudates เหล่านี้เป็นพื้นผิวเจริญเติบโตของจุลินทรีย์ใน inoculum ดิน ชีวมวลถูกคำนวณจากเนื้อหาไขมันฟอสเฟตในตัวอย่าง (Dobbs และ Findlay, 1993) ชีวมวลของทรีทเมนต์ควบคุม (ไม่มีคาร์บอนเพิ่มสื่อ inoculated) ถูกวัด
2.5 Mineralization ไพรีนในไรโซสเฟียร์และ exudate แก้ไขดิน
กำหนดถ้า exudates รากเพียงอย่างเดียวอาจก่อให้เกิดเป็น 'ไรโซสเฟียร์ผล' mineralization ของไพรีนในดินออกจากราก ดินรักษา exudate คอลัมน์ถูกเปรียบเทียบกับ mineralization ในไรโซสเฟียร์จริงดินออกจากข้าวโพด ดินจากคอลัมน์แก้ไข exudate ถูกรวบรวมใน 90 วัน และผสมอย่างละเอียดก่อนนำไปใช้ในการทดลอง mineralization ไรโซสเฟียร์ดินรวบรวมจากรากของข้าวโพดที่ปลูกในกระถางดิน LTU มี uprooted พืช และดินซึ่ง adhering ใด ๆ ถูกเขย่าปิด ใช้แปรงดีเพื่อรวบรวมดินโดยตรงกับรากพืชแต่ละ ไรโซสเฟียร์ดินประมาณ 5.0 g กล่าวต่อพืช
Mineralization ไพรีนในไรโซสเฟียร์จริงดินและรากรักษา exudate ถูกวัด โดย radiorespirometry ขวดเซรั่ม (Knaebel และ Vestal, 1988) ขวดเซรั่มเพียบขนาดเล็กดีที่วิคเป็นกระดาษกรองที่อิ่มตัว ด้วยเกาะ (0.5 M) หยุดการทำงาน วิคกับดัก 14CO2 ใด ๆ พัฒนาภายในขวด ตัวอย่างดิน (25 g) อยู่ในเซรั่มขวดเหล่านี้ และแก้ไข ด้วย 10 μl ของ radiolabeled [4,5,9,10-14 C] ไพรีน (กิจกรรม 58.7 mCi/mmol ซิก Radiochemicals) ไพรีนเข้มข้นของ 0.02 μg g−1 ดินให้ ดินนำน้ำ 60-80% ที่ถือกำลังการผลิต ผสม และวางไว้ในมืดที่อุณหภูมิห้อง สารประกอบถูกเอาออกที่เวลาต่าง ๆ ในช่วงทดลอง และวิเคราะห์เกี่ยวกับวิเคราะห์ scintillation เหลว (Packard ตรีคาร์โบไฮเดรต 2200 CA) ดิน autoclaved ผู้ทรงควบคุม abiotic ขวดเซรั่ม triplicate ถูกตรวจสอบสำหรับแต่ละ
เพื่อแยกผลกระทบสารเคมีของ exudates รากจากสถานะทางกายภาพของรากจริง exudates ถูกล้างจากไรโซสเฟียร์ทุก d 2 จะถูกโอนย้ายแล้ว (ในแบบที่ไม่เปลี่ยนแปลง) ในดินที่มีไม่ได้ก่อนหน้านี้ปลูก (ดินจำนวนมาก) นี้ถูกทำ โดยโอนกระแสออกจากหอหลักไปยังคอลัมน์แก้ว (60 × 36 มม.ประชาชน) ประกอบด้วย LTU ดิน ไม่ใส่ดินที่ผสม sieved มม. 2 และ 20 กรัมซึ่งบรรจุลงในคอลัมน์แก้ว กระแสจากหอรากถูกนำมาใช้ที่ด้านบนของคอลัมน์ดินในขณะที่ชั้นล่างที่ประกอบด้วยกระดาษกรองที่อนุญาตให้ระบายน้ำ และป้องกันสภาพ anoxic
ระบบ replicate สามที่ปลูก มีข้าวโพด มีล้างระบบ ด้วย perfusions สามของ 100 ml แยก exudates ที่ละลายในจากหอรากไปในดิน นี้ได้อย่างต่อเนื่องเป็นระยะ 90 d ควบคุมสำหรับผลของการเพิ่มธาตุอาหารและน้ำในดิน มีจัดการระบบเติบโตเพิ่มเติมสามคอลัมน์ดินด้านบน ระบบเหล่านี้เจริญเติบโตได้ อย่างไรก็ตาม ซ้าย unplanted.
2.4 ศึกษาจุลินทรีย์
exudates รากข้าวโพดที่มีถูกรวบรวมจากปลายปล่อยหอราก แก้ปัญหาใส่ลงในกระบอก whirlpak ™ถุง และจัดเก็บที่ 4° C ไม่เกินสัปดาห์ทันที โซลูชั่นเข้มข้น โดย rotoevaporation ที่ 40° C, resuspended ในน้ำกลั่น และตัวกรอง sterilized (0.22 μm กรอง) แล้วกัน
คาร์บอนอินทรีย์ทั้งหมดถูกวัด โดยวิธี iodometric การที่คาร์บอนมีออกซิไดซ์กับโพแทสเซียม dichromate (วันและ Underwood, 1986) สารบัญที่แสดงเป็นคาร์บอนกลูโคสเทียบเท่านั้น
ใช้จุลินทรีย์ของ exudates ถูกตรวจสอบใน microplates Biolog ™ MT (Biolog, Hayward, CA, USA) แต่ละบ่อ 96 บนแผ่น MT เป็นการโหลดถูกบัฟเฟอร์อนินทรีย์ปานกลางและ tetrazolium redox อมม่วงย้อมสีการผลิต เมื่อหัก NADH สีแตกต่างกันซึ่งสามารถวัด spectrophotometrically Aliquots exudates รากเก็บถูกโหลดลงในบ่อแปด replicate Loadings เหล่านี้มีอยู่ประมาณ 10 หรือ 20 μg ของคาร์บอนเทียบเท่าน้ำตาลกลูโคส บ่อเพิ่มเติมถูกโหลด ด้วยน้ำตาลกลูโคสและเมตซึ่งเนื่องบวกควบคุมการเจริญเติบโตของจุลินทรีย์บนพื้นผิวคาร์บอนพร้อมใช้ หลังจากเพิ่มพื้นผิว บ่อถูก inoculated กับชุมชนจุลินทรีย์สกัดจากดิน Miamian ที่กล่าวถึงก่อนหน้านี้ มีเตรียม inoculum โดยแยกดินกับบัฟเฟอร์ 0.1 M (NH4) 2HPO4, pH 6.8 ในเชคเกอร์การดำเนินการกับข้อมือสำหรับ 30 นาที มีการปรับปรุงความหนาแน่นของจุลินทรีย์ตามที่ตรวจนับโดยตรง ด้วย 0.85% NaCl จะประมาณ 107 เซลล์ ml−1 Triplicate แผ่นรับ μl 100 ของ inoculum (106 เซลล์) และมี incubated สำหรับ 7 d ที่ 28 องศาเซลเซียส ใช้ประโยชน์ของแหล่งให้คาร์บอนโดย inoculum ถูกตามด้วยสีพัฒนา วัดเป็นดูดซึมชุดอ่าน microplate ที่ 590 มม. อ่านจากบ่อควบคุมรับพื้นผิวคาร์บอนไม่ถูกลบออกจากบ่อบำบัด
exudates รากเก็บถูกเพิ่มไปยังวัฒนธรรมของเหลวของจุลินทรีย์ดิน น้ำ (125 ml) ประกอบด้วย 30 ml ของเกลือโรคน้อยปรับเปลี่ยนกลาง (ซัตตั้น et al., 1996) ได้ inoculated ประมาณ 106 เซลล์ที่สกัดจากดิน Miamian Exudate กลูโคสหรือรากถูกเพิ่มความเข้มข้นสุดท้ายคาร์บอนของ ml−1 0.1 มิลลิกรัม วัฒนธรรมถูก incubated ในเชคเกอร์แบบโรตารี่ที่ 28° C และ min−1 เรฟ 150 การเปลี่ยนชีวมวลแบคทีเรียกว่า 3 d ถูกวัด และพิจารณาใช้ exudates เหล่านี้เป็นพื้นผิวเจริญเติบโตของจุลินทรีย์ใน inoculum ดิน ชีวมวลถูกคำนวณจากเนื้อหาไขมันฟอสเฟตในตัวอย่าง (Dobbs และ Findlay, 1993) ชีวมวลของทรีทเมนต์ควบคุม (ไม่มีคาร์บอนเพิ่มสื่อ inoculated) ถูกวัด
2.5 Mineralization ไพรีนในไรโซสเฟียร์และ exudate แก้ไขดิน
กำหนดถ้า exudates รากเพียงอย่างเดียวอาจก่อให้เกิดเป็น 'ไรโซสเฟียร์ผล' mineralization ของไพรีนในดินออกจากราก ดินรักษา exudate คอลัมน์ถูกเปรียบเทียบกับ mineralization ในไรโซสเฟียร์จริงดินออกจากข้าวโพด ดินจากคอลัมน์แก้ไข exudate ถูกรวบรวมใน 90 วัน และผสมอย่างละเอียดก่อนนำไปใช้ในการทดลอง mineralization ไรโซสเฟียร์ดินรวบรวมจากรากของข้าวโพดที่ปลูกในกระถางดิน LTU มี uprooted พืช และดินซึ่ง adhering ใด ๆ ถูกเขย่าปิด ใช้แปรงดีเพื่อรวบรวมดินโดยตรงกับรากพืชแต่ละ ไรโซสเฟียร์ดินประมาณ 5.0 g กล่าวต่อพืช
Mineralization ไพรีนในไรโซสเฟียร์จริงดินและรากรักษา exudate ถูกวัด โดย radiorespirometry ขวดเซรั่ม (Knaebel และ Vestal, 1988) ขวดเซรั่มเพียบขนาดเล็กดีที่วิคเป็นกระดาษกรองที่อิ่มตัว ด้วยเกาะ (0.5 M) หยุดการทำงาน วิคกับดัก 14CO2 ใด ๆ พัฒนาภายในขวด ตัวอย่างดิน (25 g) อยู่ในเซรั่มขวดเหล่านี้ และแก้ไข ด้วย 10 μl ของ radiolabeled [4,5,9,10-14 C] ไพรีน (กิจกรรม 58.7 mCi/mmol ซิก Radiochemicals) ไพรีนเข้มข้นของ 0.02 μg g−1 ดินให้ ดินนำน้ำ 60-80% ที่ถือกำลังการผลิต ผสม และวางไว้ในมืดที่อุณหภูมิห้อง สารประกอบถูกเอาออกที่เวลาต่าง ๆ ในช่วงทดลอง และวิเคราะห์เกี่ยวกับวิเคราะห์ scintillation เหลว (Packard ตรีคาร์โบไฮเดรต 2200 CA) ดิน autoclaved ผู้ทรงควบคุม abiotic ขวดเซรั่ม triplicate ถูกตรวจสอบสำหรับแต่ละ
การแปล กรุณารอสักครู่..
2.3. Application of root exudates to soil columns
In order to separate the chemical impact of root exudates from the physical presence of the actual root, exudates were flushed from the rhizosphere every 2 d. They were then transferred (in an unchanged form) to soil that had not been previously planted (bulk soil). This was accomplished by diverting the outflow from the root chamber to a glass column (60×36 mm I.D.) containing LTU soil. The non-sterile soil was mixed, sieved to 2 mm, and 20 g loosely packed into the glass column. Flow from the root chamber was introduced at the top of the soil column while the bottom contained layers of filter paper that allowed drainage and prevented anoxic conditions.
Three replicate systems were planted with corn. Systems were flushed with three perfusions of 100 ml, extracting water-soluble exudates from the root chamber to the soil columns. This was continued over a 90 d period. To control for the effect of nutrient and water additions to soil, three additional growth systems with soil columns were managed as above. These growth systems were, however, left unplanted.
2.4. Microbial studies
Solutions containing corn root exudates were collected from the discharge end of the root chamber, put into sterile whirlpak™ bags, and immediately stored at 4°C for no longer than a week. Solutions were then concentrated by rotoevaporation at 40°C, resuspended in distilled water, and filter sterilized (0.22 μm filter).
Total organic carbon was measured by an iodometric method where carbon is oxidized with potassium dichromate (Day and Underwood, 1986). TOC was expressed as carbon glucose equivalence.
Microbial use of exudates was monitored in Biolog™ MT microplates (Biolog, Hayward, CA, USA). Each of the 96 wells on the MT plates is preloaded with a buffered inorganic medium and tetrazolium violet redox dye which produces, when reduced by NADH, a distinct color which can be measured spectrophotometrically. Aliquots of the collected root exudates were loaded into eight replicate wells. These loadings contained approximately 10 or 20 μg of glucose-equivalent carbon. Additional wells were loaded with glucose and glutamic acid which acted as positive controls for microbial growth on readily-used carbon substrates. After addition of substrates, wells were inoculated with microbial communities extracted from the Miamian soil mentioned previously. Inoculum was prepared by extracting soil with 0.1 M (NH4)2HPO4 buffer, pH 6.8, on a wrist action shaker for 30 min. The density of the microorganisms determined by direct counts was adjusted with 0.85% NaCl to approximately 107 cells ml−1. Triplicate plates received 100 μl of the inoculum (106 cells) and were incubated for 7 d at 28°C. Utilization of the supplied carbon source by the inoculum was indicated by well color development, measured as absorption on a microplate reader set at 590 mm. Readings from control wells receiving no carbon substrate were subtracted from treatment wells.
Collected root exudates were also added to liquid cultures of soil microorganisms. Flasks (125 ml) containing 30 ml of modified minimal basal salts medium (Sutton et al., 1996) were inoculated with approximately 106 cells extracted from the Miamian soil. Glucose or root exudate was added to a final carbon concentration of 0.1 mg ml−1. Cultures were incubated on a rotary shaker set at 28°C and 150 rev min−1. The change in bacterial biomass over 3 d was measured and considered the use of these exudates as growth substrates by microorganisms in the soil inoculum. Biomass was calculated from the lipid phosphate content in the samples (Dobbs and Findlay, 1993). Biomass of the control treatments (no carbon additions to the inoculated media) was also measured.
2.5. Pyrene mineralization in rhizosphere and exudate-amended soil
To determine if root exudates alone could induce a ‘rhizosphere effect’ the mineralization of pyrene in soil removed from root exudate-treated soil columns was compared to mineralization in actual rhizosphere soil removed from corn. Soil from the exudate-amended columns was collected on day 90, and mixed thoroughly prior to use in mineralization experiments. Rhizosphere soil was collected from the roots of corn growing in pots of LTU soil. Plants were uprooted and any loosely adhering soil was shaken off. A fine brush was used to collect soil directly attached to each plant root. Approximately 5.0 g of rhizosphere soil was obtained per plant.
Pyrene mineralization in both root exudate-treated and actual rhizosphere soil was measured by serum bottle radiorespirometry (Knaebel and Vestal, 1988). Serum bottles are equipped with a small well where a filter paper wick saturated with KOH (0.5 M) is suspended. The wick traps any 14CO2 evolved within the bottle. Soil samples (2.5 g) were placed into these serum bottles and amended with 10 μl of radiolabeled [4,5,9,10-14C]pyrene (specific activity 58.7 mCi/mmol, Sigma Radiochemicals) to give a pyrene concentration of 0.02 μg g−1 soil. Soil was brought to 60–80% water holding capacity, mixed, and placed in the dark at room temperature. Wicks were removed at various times over the experimental period and analyzed on a liquid scintillation analyzer (Packard Tri Carb 2200 CA). Autoclaved soil served as the abiotic control. Triplicate serum bottles were monitored for each treatment.
In order to separate the chemical impact of root exudates from the physical presence of the actual root, exudates were flushed from the rhizosphere every 2 d. They were then transferred (in an unchanged form) to soil that had not been previously planted (bulk soil). This was accomplished by diverting the outflow from the root chamber to a glass column (60×36 mm I.D.) containing LTU soil. The non-sterile soil was mixed, sieved to 2 mm, and 20 g loosely packed into the glass column. Flow from the root chamber was introduced at the top of the soil column while the bottom contained layers of filter paper that allowed drainage and prevented anoxic conditions.
Three replicate systems were planted with corn. Systems were flushed with three perfusions of 100 ml, extracting water-soluble exudates from the root chamber to the soil columns. This was continued over a 90 d period. To control for the effect of nutrient and water additions to soil, three additional growth systems with soil columns were managed as above. These growth systems were, however, left unplanted.
2.4. Microbial studies
Solutions containing corn root exudates were collected from the discharge end of the root chamber, put into sterile whirlpak™ bags, and immediately stored at 4°C for no longer than a week. Solutions were then concentrated by rotoevaporation at 40°C, resuspended in distilled water, and filter sterilized (0.22 μm filter).
Total organic carbon was measured by an iodometric method where carbon is oxidized with potassium dichromate (Day and Underwood, 1986). TOC was expressed as carbon glucose equivalence.
Microbial use of exudates was monitored in Biolog™ MT microplates (Biolog, Hayward, CA, USA). Each of the 96 wells on the MT plates is preloaded with a buffered inorganic medium and tetrazolium violet redox dye which produces, when reduced by NADH, a distinct color which can be measured spectrophotometrically. Aliquots of the collected root exudates were loaded into eight replicate wells. These loadings contained approximately 10 or 20 μg of glucose-equivalent carbon. Additional wells were loaded with glucose and glutamic acid which acted as positive controls for microbial growth on readily-used carbon substrates. After addition of substrates, wells were inoculated with microbial communities extracted from the Miamian soil mentioned previously. Inoculum was prepared by extracting soil with 0.1 M (NH4)2HPO4 buffer, pH 6.8, on a wrist action shaker for 30 min. The density of the microorganisms determined by direct counts was adjusted with 0.85% NaCl to approximately 107 cells ml−1. Triplicate plates received 100 μl of the inoculum (106 cells) and were incubated for 7 d at 28°C. Utilization of the supplied carbon source by the inoculum was indicated by well color development, measured as absorption on a microplate reader set at 590 mm. Readings from control wells receiving no carbon substrate were subtracted from treatment wells.
Collected root exudates were also added to liquid cultures of soil microorganisms. Flasks (125 ml) containing 30 ml of modified minimal basal salts medium (Sutton et al., 1996) were inoculated with approximately 106 cells extracted from the Miamian soil. Glucose or root exudate was added to a final carbon concentration of 0.1 mg ml−1. Cultures were incubated on a rotary shaker set at 28°C and 150 rev min−1. The change in bacterial biomass over 3 d was measured and considered the use of these exudates as growth substrates by microorganisms in the soil inoculum. Biomass was calculated from the lipid phosphate content in the samples (Dobbs and Findlay, 1993). Biomass of the control treatments (no carbon additions to the inoculated media) was also measured.
2.5. Pyrene mineralization in rhizosphere and exudate-amended soil
To determine if root exudates alone could induce a ‘rhizosphere effect’ the mineralization of pyrene in soil removed from root exudate-treated soil columns was compared to mineralization in actual rhizosphere soil removed from corn. Soil from the exudate-amended columns was collected on day 90, and mixed thoroughly prior to use in mineralization experiments. Rhizosphere soil was collected from the roots of corn growing in pots of LTU soil. Plants were uprooted and any loosely adhering soil was shaken off. A fine brush was used to collect soil directly attached to each plant root. Approximately 5.0 g of rhizosphere soil was obtained per plant.
Pyrene mineralization in both root exudate-treated and actual rhizosphere soil was measured by serum bottle radiorespirometry (Knaebel and Vestal, 1988). Serum bottles are equipped with a small well where a filter paper wick saturated with KOH (0.5 M) is suspended. The wick traps any 14CO2 evolved within the bottle. Soil samples (2.5 g) were placed into these serum bottles and amended with 10 μl of radiolabeled [4,5,9,10-14C]pyrene (specific activity 58.7 mCi/mmol, Sigma Radiochemicals) to give a pyrene concentration of 0.02 μg g−1 soil. Soil was brought to 60–80% water holding capacity, mixed, and placed in the dark at room temperature. Wicks were removed at various times over the experimental period and analyzed on a liquid scintillation analyzer (Packard Tri Carb 2200 CA). Autoclaved soil served as the abiotic control. Triplicate serum bottles were monitored for each treatment.
การแปล กรุณารอสักครู่..
2.3 การใช้สารที่หลั่งรากดินคอลัมน์
คำสั่งในการแยกสารเคมีผลของสารที่หลั่งจากรากปรากฏทางกายภาพของสารที่หลั่งจากรากจริง คือล้างรากทุก 2 D . พวกเขาถูกโอน ( ในรูปแบบไม่เปลี่ยนแปลง ) ดินที่ไม่เคยปลูก ( ดินขนาดใหญ่ )นี้สามารถทำได้โดยการเบี่ยงเบนออกจากห้องเพื่อรากหอแก้ว ( 60 × 36 มม. บัตรที่มี LSO ) ดิน ที่ไม่ผ่านการฆ่าเชื้อในดินผสม ขนาด 2 มม. และ 20 กรัมบรรจุหลวมลงในคอลัมน์แก้ว . ไหลจากรากห้องแนะนำที่ด้านบนของคอลัมน์ดินในขณะที่ด้านล่างประกอบด้วยชั้นของตัวกรองกระดาษที่อนุญาตให้ระบายน้ำ และป้องกันสภาวะแอนอกซิก
3 ทำซ้ำระบบปลูกข้าวโพด ระบบล้างกับสาม perfusions 100 ml สกัดละลายสารที่หลั่งจากรากห้อง กับดินที่คอลัมน์ นี้ต่อเนื่องกว่า 90 D ระยะเวลา เพื่อควบคุมผลกระทบของธาตุอาหารและน้ำในดินเพิ่มสามเพิ่มเติม ระบบการจัดการของดินข้างต้น ระบบเหล่านี้เติบโต อย่างไรก็ตามซ้าย unplanted
2.4 . จุลินทรีย์การศึกษา
โซลูชั่นที่มีสารที่หลั่งรากข้าวโพดที่เก็บจากการสิ้นสุดของรากห้องปลอดเชื้อ whirlpak ™ ใส่ลงในถุง และเก็บรักษาที่อุณหภูมิ 4 องศา C ทันทีไม่เกิน 1 สัปดาห์ โซลูชั่นแล้ว โดย rotoevaporation เข้มข้น 40 ° C , resuspended ในน้ำกลั่น , กรองและฆ่าเชื้อ ( 0.22 m
μกรอง )อินทรีย์คาร์บอนทั้งหมดจะถูกวัดโดยวิธีการ iodometric คาร์บอนที่มีโพแทสเซียมไดโครเมตที่ถูกออกซิไดซ์ ( วัน และ อันเดอร์วู้ด , 1986 ) TOC จะแสดงเป็นค่ากลูโคสคาร์บอน
จุลินทรีย์การใช้สารที่หลั่งใน biolog ™ตัน microplates ( biolog เฮย์เวิร์ด , แคลิฟอร์เนีย , สหรัฐอเมริกา )ของแต่ละบ่อ บนจานคือ 96 MT โหลดไว้กับกันชนขนาดกลาง อนินทรีย์ และ tetrazolium ม่วง 1 ย้อมซึ่งผลิตที่ลดลง โดยการ สีชัดเจน ซึ่งวัดนี้ . เฉยๆของเก็บรากถูกโหลดลงในสารที่หลั่งแปด ทำซ้ำ เวลส์ ภาระเหล่านี้มีอยู่ประมาณ 10 หรือ 20 μกรัมของคาร์บอนเทียบเท่ากลูโคสเวลส์เพิ่มเติมถูกโหลด ด้วยกลูโคสและกรดกลูตามิก ซึ่งทำหน้าที่เป็นตัวควบคุมบวกสำหรับการเจริญเติบโตของจุลินทรีย์บนพื้นผิวพร้อมใช้คาร์บอน . หลังจากเพิ่มพื้นผิวบ่อปลูกเชื้อกับชุมชนจุลินทรีย์สกัดจาก miamian ดินที่กล่าวถึงก่อนหน้านี้ เตรียมดินโดยการแยกเชื้อด้วย 0.1 M ( NH4 ) 2hpo4 บัฟเฟอร์พีเอช 6.8 บนข้อมือปฏิบัติการเขย่าเป็นเวลา 30 นาทีความหนาแน่นของเชื้อจุลินทรีย์โดยกำหนดนับตรงปรับกับ 0.85 เปอร์เซ็นต์ NaCl ประมาณ 107 เซลล์ ml − 1 แผ่นทำสำเนาสามฉบับ ได้รับμ 100 ลิตรเชื้อ ( 106 เซลล์ ) และถูกบ่ม 7 D ที่ 28 องศา ในการจัดหาแหล่งคาร์บอนโดยเชื้อถูกระบุโดยสีพัฒนาวัดในพื้นที่ภาคเหนือของประเทศไทย เช่น การดูดซึมอ่านชุดที่ 590 มิลลิเมตรอ่านจากการควบคุมบ่อรับไม่มีคาร์บอนพื้นผิวถูกหักออกจากบ่อบำบัด
เก็บสารที่หลั่งรากยังเพิ่มวัฒนธรรมของของเหลวจุลินทรีย์ดิน ขวด ( 125 มิลลิลิตร ) ผสม 30 มล. แก้ไขเกลือน้อยที่สุดแรกเริ่มขนาดกลาง ( ซัตตัน et al . , 1996 ) เป็นเชื้อที่มีประมาณ 106 เซลล์ที่สกัดจาก miamian ดินกลูโคสหรือารหลั่งจากรากถูกเพิ่มความเข้มข้นของคาร์บอนสุดท้าย 0.1 มก. ml − 1 วัฒนธรรมที่ถูกบ่มในเครื่องปั่นหมุนตั้งไว้ที่ 28 องศา C และ 150 ป๋ามิน− 1 การเปลี่ยนแปลงปริมาณแบคทีเรียใน 3 D คือวัด และถือเป็นการใช้สารที่หลั่งเหล่านี้ตามการเติบโตของจำนวนเชื้อโดยจุลินทรีย์ในดินสามารถคำนวณได้จากไขมันปริมาณฟอสเฟตในตัวอย่าง ( ด็อบ และ ฟินด์เลย์ , 1993 ) ชีวมวลของตำรับควบคุม ( ไม่ใส่คาร์บอนเพิ่มไปยังสื่อ ) ยังวัด
2.5 ไพรีนในดินบริเวณรากพืชที่เกิดจากการแก้ไขเพิ่มเติมและ
เพื่อตรวจสอบว่าสารที่หลั่งรากเพียงอย่างเดียวอาจทำให้เกิด ' ราก ' การผลของไพรีนในดินออกจากราก ดินที่เกิดจากการปฏิบัติการจริงคอลัมน์เมื่อเทียบกับในดินบริเวณรากเอาออกจากข้าวโพด ดินที่เกิดจากการรวบรวมจากคอลัมน์ คือ 90 วัน และผสมอย่างละเอียดก่อนที่จะใช้ในการทดลองดินบริเวณรากได้รวบรวมจากรากของการปลูกข้าวโพดในกระถาง LSO ดิน พืชถูกถอนรากถอนโคนและใด ๆหลวม ๆที่ถูกเขย่าดินออก แปรงที่ดีใช้วิธีการเก็บดินติดโดยแต่ละต้นราก ประมาณ 5.0 กรัมของดินบริเวณรากได้
ต่อพืชสำหรับการรักษาทั้งรากและที่เกิดจากดินรอบรากพืชจริงวัดจาก radiorespirometry ขวด ( knaebel และบริสุทธิ์ , 1988 ) ขวดเซรั่มครบครัน ขนาดเล็กดีที่เป็นกรองกระดาษ วิคอิ่มตัวกับเกาะ ( 0.5 เมตร ) ถูกระงับ ไส้ตะเกียงกับดักใด ๆ 14co2 วิวัฒนาการภายในขวด ตัวอย่างดิน ( 25 G ) ถูกวางไว้ในขวดเซรั่มเหล่านี้และที่แก้ไขเพิ่มเติมกับ 10 μ l radiolabeled [ 4,5,9,10-14c ] ไพรีน ( กิจกรรมที่เฉพาะเจาะจง 58.7 MCI / มิลลิโมล , Sigma radiochemicals ) เพื่อให้ความเข้มข้น 0.02 กรัมสำหรับ μ G − 1 ดิน ดินนำ 60 – 80 % น้ำความจุถือผสม และวางไว้ในที่มืดที่อุณหภูมิห้องสารประกอบออกในช่วงเวลาต่างๆตลอดระยะเวลาการทดลองและวิเคราะห์ข้อมูลวิเคราะห์ในของเหลว ( Packard ไตร carb 2200 CA ) ดินทำหน้าที่เป็นตัวควบคุมสิ่งมีชีวิตสังเคราะห์ . ขวดเซรั่มทำสำเนาสามฉบับถูกตรวจสอบสำหรับการรักษาแต่ละ
คำสั่งในการแยกสารเคมีผลของสารที่หลั่งจากรากปรากฏทางกายภาพของสารที่หลั่งจากรากจริง คือล้างรากทุก 2 D . พวกเขาถูกโอน ( ในรูปแบบไม่เปลี่ยนแปลง ) ดินที่ไม่เคยปลูก ( ดินขนาดใหญ่ )นี้สามารถทำได้โดยการเบี่ยงเบนออกจากห้องเพื่อรากหอแก้ว ( 60 × 36 มม. บัตรที่มี LSO ) ดิน ที่ไม่ผ่านการฆ่าเชื้อในดินผสม ขนาด 2 มม. และ 20 กรัมบรรจุหลวมลงในคอลัมน์แก้ว . ไหลจากรากห้องแนะนำที่ด้านบนของคอลัมน์ดินในขณะที่ด้านล่างประกอบด้วยชั้นของตัวกรองกระดาษที่อนุญาตให้ระบายน้ำ และป้องกันสภาวะแอนอกซิก
3 ทำซ้ำระบบปลูกข้าวโพด ระบบล้างกับสาม perfusions 100 ml สกัดละลายสารที่หลั่งจากรากห้อง กับดินที่คอลัมน์ นี้ต่อเนื่องกว่า 90 D ระยะเวลา เพื่อควบคุมผลกระทบของธาตุอาหารและน้ำในดินเพิ่มสามเพิ่มเติม ระบบการจัดการของดินข้างต้น ระบบเหล่านี้เติบโต อย่างไรก็ตามซ้าย unplanted
2.4 . จุลินทรีย์การศึกษา
โซลูชั่นที่มีสารที่หลั่งรากข้าวโพดที่เก็บจากการสิ้นสุดของรากห้องปลอดเชื้อ whirlpak ™ ใส่ลงในถุง และเก็บรักษาที่อุณหภูมิ 4 องศา C ทันทีไม่เกิน 1 สัปดาห์ โซลูชั่นแล้ว โดย rotoevaporation เข้มข้น 40 ° C , resuspended ในน้ำกลั่น , กรองและฆ่าเชื้อ ( 0.22 m
μกรอง )อินทรีย์คาร์บอนทั้งหมดจะถูกวัดโดยวิธีการ iodometric คาร์บอนที่มีโพแทสเซียมไดโครเมตที่ถูกออกซิไดซ์ ( วัน และ อันเดอร์วู้ด , 1986 ) TOC จะแสดงเป็นค่ากลูโคสคาร์บอน
จุลินทรีย์การใช้สารที่หลั่งใน biolog ™ตัน microplates ( biolog เฮย์เวิร์ด , แคลิฟอร์เนีย , สหรัฐอเมริกา )ของแต่ละบ่อ บนจานคือ 96 MT โหลดไว้กับกันชนขนาดกลาง อนินทรีย์ และ tetrazolium ม่วง 1 ย้อมซึ่งผลิตที่ลดลง โดยการ สีชัดเจน ซึ่งวัดนี้ . เฉยๆของเก็บรากถูกโหลดลงในสารที่หลั่งแปด ทำซ้ำ เวลส์ ภาระเหล่านี้มีอยู่ประมาณ 10 หรือ 20 μกรัมของคาร์บอนเทียบเท่ากลูโคสเวลส์เพิ่มเติมถูกโหลด ด้วยกลูโคสและกรดกลูตามิก ซึ่งทำหน้าที่เป็นตัวควบคุมบวกสำหรับการเจริญเติบโตของจุลินทรีย์บนพื้นผิวพร้อมใช้คาร์บอน . หลังจากเพิ่มพื้นผิวบ่อปลูกเชื้อกับชุมชนจุลินทรีย์สกัดจาก miamian ดินที่กล่าวถึงก่อนหน้านี้ เตรียมดินโดยการแยกเชื้อด้วย 0.1 M ( NH4 ) 2hpo4 บัฟเฟอร์พีเอช 6.8 บนข้อมือปฏิบัติการเขย่าเป็นเวลา 30 นาทีความหนาแน่นของเชื้อจุลินทรีย์โดยกำหนดนับตรงปรับกับ 0.85 เปอร์เซ็นต์ NaCl ประมาณ 107 เซลล์ ml − 1 แผ่นทำสำเนาสามฉบับ ได้รับμ 100 ลิตรเชื้อ ( 106 เซลล์ ) และถูกบ่ม 7 D ที่ 28 องศา ในการจัดหาแหล่งคาร์บอนโดยเชื้อถูกระบุโดยสีพัฒนาวัดในพื้นที่ภาคเหนือของประเทศไทย เช่น การดูดซึมอ่านชุดที่ 590 มิลลิเมตรอ่านจากการควบคุมบ่อรับไม่มีคาร์บอนพื้นผิวถูกหักออกจากบ่อบำบัด
เก็บสารที่หลั่งรากยังเพิ่มวัฒนธรรมของของเหลวจุลินทรีย์ดิน ขวด ( 125 มิลลิลิตร ) ผสม 30 มล. แก้ไขเกลือน้อยที่สุดแรกเริ่มขนาดกลาง ( ซัตตัน et al . , 1996 ) เป็นเชื้อที่มีประมาณ 106 เซลล์ที่สกัดจาก miamian ดินกลูโคสหรือารหลั่งจากรากถูกเพิ่มความเข้มข้นของคาร์บอนสุดท้าย 0.1 มก. ml − 1 วัฒนธรรมที่ถูกบ่มในเครื่องปั่นหมุนตั้งไว้ที่ 28 องศา C และ 150 ป๋ามิน− 1 การเปลี่ยนแปลงปริมาณแบคทีเรียใน 3 D คือวัด และถือเป็นการใช้สารที่หลั่งเหล่านี้ตามการเติบโตของจำนวนเชื้อโดยจุลินทรีย์ในดินสามารถคำนวณได้จากไขมันปริมาณฟอสเฟตในตัวอย่าง ( ด็อบ และ ฟินด์เลย์ , 1993 ) ชีวมวลของตำรับควบคุม ( ไม่ใส่คาร์บอนเพิ่มไปยังสื่อ ) ยังวัด
2.5 ไพรีนในดินบริเวณรากพืชที่เกิดจากการแก้ไขเพิ่มเติมและ
เพื่อตรวจสอบว่าสารที่หลั่งรากเพียงอย่างเดียวอาจทำให้เกิด ' ราก ' การผลของไพรีนในดินออกจากราก ดินที่เกิดจากการปฏิบัติการจริงคอลัมน์เมื่อเทียบกับในดินบริเวณรากเอาออกจากข้าวโพด ดินที่เกิดจากการรวบรวมจากคอลัมน์ คือ 90 วัน และผสมอย่างละเอียดก่อนที่จะใช้ในการทดลองดินบริเวณรากได้รวบรวมจากรากของการปลูกข้าวโพดในกระถาง LSO ดิน พืชถูกถอนรากถอนโคนและใด ๆหลวม ๆที่ถูกเขย่าดินออก แปรงที่ดีใช้วิธีการเก็บดินติดโดยแต่ละต้นราก ประมาณ 5.0 กรัมของดินบริเวณรากได้
ต่อพืชสำหรับการรักษาทั้งรากและที่เกิดจากดินรอบรากพืชจริงวัดจาก radiorespirometry ขวด ( knaebel และบริสุทธิ์ , 1988 ) ขวดเซรั่มครบครัน ขนาดเล็กดีที่เป็นกรองกระดาษ วิคอิ่มตัวกับเกาะ ( 0.5 เมตร ) ถูกระงับ ไส้ตะเกียงกับดักใด ๆ 14co2 วิวัฒนาการภายในขวด ตัวอย่างดิน ( 25 G ) ถูกวางไว้ในขวดเซรั่มเหล่านี้และที่แก้ไขเพิ่มเติมกับ 10 μ l radiolabeled [ 4,5,9,10-14c ] ไพรีน ( กิจกรรมที่เฉพาะเจาะจง 58.7 MCI / มิลลิโมล , Sigma radiochemicals ) เพื่อให้ความเข้มข้น 0.02 กรัมสำหรับ μ G − 1 ดิน ดินนำ 60 – 80 % น้ำความจุถือผสม และวางไว้ในที่มืดที่อุณหภูมิห้องสารประกอบออกในช่วงเวลาต่างๆตลอดระยะเวลาการทดลองและวิเคราะห์ข้อมูลวิเคราะห์ในของเหลว ( Packard ไตร carb 2200 CA ) ดินทำหน้าที่เป็นตัวควบคุมสิ่งมีชีวิตสังเคราะห์ . ขวดเซรั่มทำสำเนาสามฉบับถูกตรวจสอบสำหรับการรักษาแต่ละ
การแปล กรุณารอสักครู่..
ภาษาอื่น ๆ
การสนับสนุนเครื่องมือแปลภาษา: กรีก, กันนาดา, กาลิเชียน, คลิงออน, คอร์สิกา, คาซัค, คาตาลัน, คินยารวันดา, คีร์กิซ, คุชราต, จอร์เจีย, จีน, จีนดั้งเดิม, ชวา, ชิเชวา, ซามัว, ซีบัวโน, ซุนดา, ซูลู, ญี่ปุ่น, ดัตช์, ตรวจหาภาษา, ตุรกี, ทมิฬ, ทาจิก, ทาทาร์, นอร์เวย์, บอสเนีย, บัลแกเรีย, บาสก์, ปัญจาป, ฝรั่งเศส, พาชตู, ฟริเชียน, ฟินแลนด์, ฟิลิปปินส์, ภาษาอินโดนีเซี, มองโกเลีย, มัลทีส, มาซีโดเนีย, มาราฐี, มาลากาซี, มาลายาลัม, มาเลย์, ม้ง, ยิดดิช, ยูเครน, รัสเซีย, ละติน, ลักเซมเบิร์ก, ลัตเวีย, ลาว, ลิทัวเนีย, สวาฮิลี, สวีเดน, สิงหล, สินธี, สเปน, สโลวัก, สโลวีเนีย, อังกฤษ, อัมฮาริก, อาร์เซอร์ไบจัน, อาร์เมเนีย, อาหรับ, อิกโบ, อิตาลี, อุยกูร์, อุสเบกิสถาน, อูรดู, ฮังการี, ฮัวซา, ฮาวาย, ฮินดี, ฮีบรู, เกลิกสกอต, เกาหลี, เขมร, เคิร์ด, เช็ก, เซอร์เบียน, เซโซโท, เดนมาร์ก, เตลูกู, เติร์กเมน, เนปาล, เบงกอล, เบลารุส, เปอร์เซีย, เมารี, เมียนมา (พม่า), เยอรมัน, เวลส์, เวียดนาม, เอสเปอแรนโต, เอสโทเนีย, เฮติครีโอล, แอฟริกา, แอลเบเนีย, โคซา, โครเอเชีย, โชนา, โซมาลี, โปรตุเกส, โปแลนด์, โยรูบา, โรมาเนีย, โอเดีย (โอริยา), ไทย, ไอซ์แลนด์, ไอร์แลนด์, การแปลภาษา.
- you raise
- เธอรักภาษาอังกฤษและอยากเรียนรู้ทักษะใหม่
- Plant is far from you house.
- l'm sorry if you don't like what l ask o
- รุ้งฟ้า
- Next year should be the year of HR credi
- Yes darling. .because I don't know about
- read it
- I was jerking off!
- Rio De Jeneiro เรียกสั้นว่า ริโอ เป็นที่
- ฉันจะไม่ทาหน้าสีขาวโพสลงเฟสบุ๊คแน่นอน
- ตลาด
- ครึ่งวัน
- สถานพยาบาลชื่อ
- ปิดงบการเงิน
- I'm been back to Thailand since 3 weeks
- มีกาวติดบริเวณ CoolingGlue the Cooling
- คุณใส่ร้ายฉันทำไม....คุณทำไปเพื่ออะไร
- Why you shout
- successful
- success
- all what i want is to make you feel good
- มีรายการขายไหม
- ไม่มีอะไรทั้งนั้น
