2. Materials and methods2.1. Plant

2. Materials and methods
2.1. Plant material and curing treatment
Potatoes (S.tuberosum, cv Netherlands #7) were purchased from freshly harvested local wholesale market, Tai’an, Shandong Province, China. After transported to the laboratory, non-damage and non-defective tubers were selected for 10-days curing treatment and then used for fresh-cut experiment. The potato fresh cut experiments using curing treated potato tubers were repeated for four years from 2010 to 2013. The flesh colour and phenolic metabolism changes related to browning were investigated with freshly harvested potatoes both during curing of intact potatoes and after curing period for fresh-cut potatoes in the year of 2013, in which the individual phenolic compounds were analysed by High Performance Liquid Chromatography (HPLC). The results of different experiments in different years were very similar in colour value, overall visual quality, and PPO, PAL activity of fresh-cut potatoes. The data presented here were from the results of 2013 to make sure all information comes from same plant materials.

Curing treatment: Potatoes were packed in Polyethylene (PE) plastic bags and put in a thermostat-controlled cabinet for 10 days. One group was stored at 16 ± 1 °C for curing, while the other group was stored at 2–3 °C (commercial storage temperature in China) as control (CK). Three samples were taken at 0, 5, 10 days, during curing treatment period.

2.2. Fresh cut experiment
After 10 days curing treatment, potato tubers were removed from both temperature storage (curing and control) and used for fresh-cut experiment. The tubers were hand-peeled and cut into 5 mm thick slices, which were immediately rinsed in 50 ppm NaOCl (pH 7.0) for 5 min. The excess water was removed by draining and blotting with cheesecloth, and the slices were packed into PE bags, stored at 2–3 °C. The slices were removed from cold storage after 0, 3, 6, 9 and 12 days. Randomly selected individual slices (8 pieces) per replicate and 3 replicates per sample were collected and analyzed. The analysis included determination of colour change, respiration, and conductivity as well as total and individual phenolic compounds, PPO, PAL enzyme activities.

2.3. Visual quality assessment
Visual quality was examined in accordance with the sensory evaluation standards (Ma et al., 2010). The overall visual quality was evaluated on a 9–1 scale, with 9 as freshly cut, equaled to excellent, with no defects; 7 as very good, with minor defects; 5 as fair, with moderate defects; 3 equaled poor, with major defects; and 1 indicated inedible. A score of 5 was considered the limit of salability and shelf-life was defined at the days required to reach a score of 5.

2.4. colour measurement
The surface colour of slices was determined with a Minolta CR-400 colourimeter. The L∗(lightness), a∗ (reddish–greenish) and b∗ (yellowish–bluish) indexes of the CIELAB colourimetric system were used to evaluate the colour change of the potato samples. Each slice was measured twice (each side), 8 individual slices from each replicate were measured. (16 measurements were carried out for each replication and three replications for each treatment at each time point.)

2.5. Enzyme assays
Randomly selected potato slices were collected at 0, 3, 6, 9, 12 days after fresh cut and frozen immediately by liquid nitrogen. The samples were then grinded with liquid nitrogen into frozen powder by an analytic mill (IKA A11 basic; IKA Werke GmbH & Co. KG, Staufen, Germany), and stored at −80 °C until used. PPO activity was analysed based on the method described by Galeazzi, Sgarbieri, and Constantinides (1981). One g of frozen powder was homogenized with 4 mL of phosphate buffer (pH 7.0) and 0.1 g insoluble polyvinylpolypyrrolidone (PVPP), centrifuged at 10,000×g for 15 min at 4 °C, and the supernatant was used for analysis. The reactive mixture consisted of 0.1 ml of enzyme extracts, 2 ml of 200 mM phosphate buffer (pH 6.8) and 0.5 mL of 20 mM catechol solution. Enzyme activity was measured by the increase in absorbance at 410 nm. One unit of enzyme activity was defined as the increase in absorbance of 0.01 per min under assay conditions. PPO activity was expressed as unit of activity per mg protein per h. Protein content was measure as described by ( Bradford, 1976) from the same extraction buffer at pH 7.0.

PAL activity was measured as previously described by Martinez-Tellez and Lafuente (1997), with slight modifications. 1 g frozen powder described as above PPO assay was homogenized with 4 mL of 50 mM borate buffer (pH 8.5), centrifuged at 10,000×g for 15 min at 4 °C. 2 ml buffer (pH 8.5) and 1 ml of 20 mM l-phenylalanine was added to two individual tubes, 0.3 ml of enzyme solution (from supernatant) was added to one of the tubes and 0.3 ml water was added to the other tube. Absorbance at 290 nm was measured twice (before and after reaction tubes were incubated at 40 °C for 1 h). One unit of PAL activity was defined as the amount of enzyme produced as an increase of 0.01 absorbance units in 1 h. PAL activity was expressed as unit of activity per mg protein per h.

2.6. Determination of phenolic
HPLC method was used for individual phenolic compounds analysis. The phenolic compounds were extracted according to the method (Zhou, Zeng, Shi, & Xie, 2008) with minor modifications. 0.2 g frozen flesh powder obtained in same method as enzyme assay were vortexed with 0.8 ml methanol (MeOH, 80%, formic acid 1%) then extracted over night at 4 °C in refrigerator. The extraction mixture was sonicated at 30 °C for 30 min, and centrifuged at 10,000×g for 30 min. The residue was re-extracted with 0.5 ml 80% methanol and centrifuged again. Two extraction solutions were combined and filtered through a 0.45 μm syringe filter prior to HPLC analysis. Stock solutions of phenolic standards were prepared in 80% methanol with 1% acetic acid (v/v). All solvents were filtered through 0.45 μm membranes and degassed by vacuum filtration before being used.

Separation of phenolics was performed using a reversed phase column (inertsil ODS-3, 5 μm, 4.6 × 150 mm, C/N 5020-01731, GL Science Inc. Japan). The mobile phase was A: 1% acetic acid in filtered distilled water; B: 100% HPLC grade methanol. The gradient program used was as follows: 0–5 min: 10% B, 5–15 min: linear gradient 10–20% B, 15–30 min: linear gradient 20–40% B, 30–35 min: 40–50%, 35–45 min: 50–80%, 45–55 min: 80–10%, 60 min: stop. The flow rate was 0.8 ml/min and injection volume was 10 μl for the standard, 60 μl for sample. The system operated at a temperature of 40 °C. Peaks were identified by comparison of retention time and UV spectra with authentic standards. The concentration of individual phenolic compounds was determined based on peak area and calibration curves derived from corresponding authentic compounds. The total phenolic content was determined as the summary of 6 peak areas from 280 nm at retention time (RT) 3.4, 5.4 and 11 min and 326 nm at RT 12, 22, and 34 min, respectively, converted to phenolic content (μg/g FW).

2.7. Determination of respiration rates
The potato slices (200 g) were placed in plastic containers and sealed for 12 h at 3 °C storage temperature. The CO2 concentration was measured using CO2 instrument (PBI-940437B, PBI Dansensor, Denmark). The respiration rate was calculated as described previously by Castelló, Fito, and Chiralt (2006).

2.8. Experimental design and statistical analysis
All experiments were conducted with three replicates per treatment in a completely randomized design. Data were analysed by ANOVA with mean separation and LSD at P < 0.05. All data represented in the figures were the means of three replicates ± standard deviation.

ผลลัพธ์ (ไทย) 1:

2. วัสดุและวิธีการ2.1 การปลูกวัสดุและบ่มรักษามันฝรั่ง (S.tuberosum, cv เนเธอร์แลนด์ #7) ซื้อจากสดเก็บเกี่ยวภายในตลาดค้าส่ง Tai'an มณฑลซานตง จีน หลังจากขนส่งไปห้องปฏิบัติการ tubers ไม่เสียหาย และไม่มีตำหนิถูกเลือกสำหรับ 10 วันบ่มรักษา และใช้ในการทดลองตัด มันฝรั่งสดตัดทดลองใช้บ่มถือว่ามันฝรั่ง tubers ถูกซ้ำปี 2553 ถึงปี 2013 เนื้อสีและฟีนอเผาผลาญเปลี่ยนแปลงที่เกี่ยวข้องกับ browning ได้ตรวจสอบกับสดเก็บเกี่ยวมันฝรั่งทั้งระหว่างการบ่ม ของมันเหมือนเดิม และหลัง จากการบ่มนานมันตัดในปี 2013 ม่อฮ่อมแต่ละถูก analysed โดยสูงประสิทธิภาพของเหลว Chromatography (HPLC) การทดลองต่าง ๆ ในปีต่าง ๆ ก็คล้ายกันมากค่าสี คุณภาพโดยรวม และ PPO, PAL กิจกรรมจากมันตัด ข้อมูลที่แสดงจากผลของ 2013 ให้แน่ใจว่า ข้อมูลทั้งหมดมาจากโรงงานผลิตเดียวกันได้บ่มรักษา: มันฝรั่งถูกบรรจุในถุงพลาสติก Polyethylene (PE) และใส่ในตู้ที่ควบคุมอุณหภูมิสำหรับ 10 วัน กลุ่มหนึ่งถูกเก็บไว้ที่ 16 ± 1 ° C สำหรับบ่ม ในขณะที่กลุ่มอื่น ๆ ถูกเก็บไว้ที่ 2-3 ° C (อุณหภูมิเก็บเชิงพาณิชย์ในประเทศจีน) เป็นตัวควบคุม (CK) ตัวอย่างที่สามที่ถ่ายที่ 0, 5, 10 วัน ระหว่างการบ่มระยะเวลารักษา2.2. สดตัดทดลองหลังจาก 10 วันที่บ่มรักษา tubers มันฝรั่งถูกเอาออกจากเก็บอุณหภูมิทั้งสอง (บ่มและควบคุม) และใช้ในการทดลองตัด Tubers ถูกมือปอกเปลือก และตัดเป็น 5 มม.หนาชิ้น ซึ่งถูก rinsed ทันทีใน 50 ppm NaOCl (pH 7.0) ใน 5 นาที น้ำส่วนเกินถูกเอาออก โดยการระบายน้ำ และ blotting วิธีกับ cheesecloth และชิ้นถูกบรรจุลงในถุง PE ถุงเก็บที่ 2-3 องศาเซลเซียส ชิ้นถูกเอาออกจากห้องเย็นหลังจากวันที่ 0, 3, 6, 9 และ 12 สุ่มเลือกแต่ละชิ้น (8 ชิ้น) ต่อการจำลองแบบและ 3 เหมือนกับต่อตัวอย่างมีการรวบรวม และวิเคราะห์ การวิเคราะห์รวมกำหนดการเปลี่ยนสี หายใจ และนำเป็นอย่างดีเป็นทั้งหมด และแต่ละสารประกอบฟีนอ PPO, PAL เอนไซม์กิจกรรม2.3. คุณภาพการประเมินคุณภาพได้ตรวจสอบตามมาตรฐานการประเมินผลทางประสาทสัมผัส (Ma et al., 2010) โดยรวมคุณภาพที่ประเมินในระดับ 9 – 1 มี 9 เป็นตัดสด ตอน ยอดเยี่ยมกับข้อบกพร่อง 7 เป็นดีมาก มีข้อบกพร่องเล็กน้อย 5 เป็นธรรม มีข้อบกพร่องปานกลาง 3 ตอนยากจน มีข้อบกพร่องสำคัญ และ 1 ระบุทาน คะแนน 5 ถือเป็นข้อจำกัดของ salability และอายุการเก็บได้กำหนดในวันที่ต้องการถึง 5 คะแนน2.4 การวัดสีสีผิวของชิ้นที่ถูกกำหนด ด้วย colourimeter Minolta CR-400 L∗(lightness) (น้ำตาลน้ำเงิน) a∗ และ b∗ ดัชนี (เหลือง – ระยับ) ระบบ CIELAB colourimetric ถูกใช้เพื่อประเมินการเปลี่ยนแปลงสีของตัวอย่างมันฝรั่ง แต่ละชิ้นถูกวัดสองครั้ง (แต่ละด้าน), 8 ชิ้นแต่ละจากแต่ละจำลองที่วัด (16 วัดได้ดำเนินการการจำลองแต่ละระยะสามสำหรับแต่ละจุดแต่ละครั้ง)2.5. เอนไซม์ assaysสุ่มเลือกมันฝรั่งชิ้นถูกเก็บรวบรวมที่ 0, 3, 6, 9, 12 วันหลังสดตัด และแช่แข็งทันที โดยไนโตรเจนเหลว ตัวอย่างดีแล้ว grinded กับไนโตรเจนเหลวเป็นผงแช่แข็งโดยมีโรงสีโกดัง (A11 IKA พื้นฐาน IKA Werke GmbH & Co. KG, Staufen เยอรมนี), และเก็บไว้ที่ −80 ° C จนกว่าจะใช้ กิจกรรม PPO เป็น analysed ตามวิธีที่อธิบายไว้ โดย Galeazzi, Sgarbieri และ Constantinides (1981) หนึ่งกรัมของผงแช่แข็งถูก homogenized เป็นกลุ่มกับ mL 4 ฟอสเฟตบัฟเฟอร์ (pH 7.0) และ polyvinylpolypyrrolidone ละลาย 0.1 g (PVPP), centrifuged 10, 000 กรัม× 15 นาทีที่ 4 ° C และ supernatant ถูกใช้สำหรับการวิเคราะห์ ผสมปฏิกิริยาประกอบด้วยสารสกัดจากเอนไซม์ 0.1 มล. 2 ml 200 mM ฟอสเฟตบัฟเฟอร์ (pH 6.8) และ 0.5 mL ของโซลูชัน catechol 20 มม. เอนไซม์ถูกวัด โดยเพิ่ม absorbance ที่ 410 nm หน่วยหนึ่งของเอนไซม์ถูกกำหนดเป็นเพิ่ม absorbance ของ 0.01 ต่อนาทีภายใต้เงื่อนไขการทดสอบ กิจกรรม PPO ได้แสดงเป็นหน่วยของกิจกรรมต่อมิลลิกรัมโปรตีนต่อ h. โปรตีน วัดตามที่อธิบายไว้ โดย (แบรดฟอร์ด 1976) จากเดิมแยกบัฟเฟอร์ที่ pH 7.0กิจกรรมพาลถูกวัดเป็นก่อนหน้านี้ อธิบาย โดยเบรัท Tellez และ Lafuente (1997), มีการปรับเปลี่ยนเล็กน้อย 1 g แช่ผงอธิบายไว้ ตามด้านบน PPO วิเคราะห์ถูก homogenized เป็นกลุ่มกับ mL 4 50 มม. borate บัฟเฟอร์ (pH 8.5), centrifuged 10, 000 ซื้อ g สำหรับ 15 นาทีที่ 4 องศาเซลเซียส 2 ml บัฟเฟอร์ (pH 8.5) ml 1 ของ 20 มม. l phenylalanine ที่เพิ่มหลอดละ 2, 0.3 ml ของเอนไซม์ (จาก supernatant) ถูกเพิ่มเข้าไปหนึ่งหลอด และได้เพิ่มน้ำ 0.3 ml หลอดอื่น ๆ Absorbance ที่ 290 nm มีวัดสองครั้ง (ก่อน และ หลังปฏิกิริยาหลอดถูก incubated ที่ 40 ° C สำหรับ 1 h) หน่วยหนึ่งของ PAL กิจกรรมถูกกำหนดเป็นจำนวนของเอนไซม์ที่ผลิตเป็นการเพิ่มขึ้นของหน่วยระดับ 0.01 absorbance ในกิจกรรม 1 h. PAL ได้แสดงเป็นหน่วยของกิจกรรมต่อมิลลิกรัมโปรตีนต่อ h2.6 การกำหนดของฟีนอวิธี HPLC ที่ใช้สำหรับการวิเคราะห์แต่ละม่อฮ่อม มีสกัดสารฟีนอตามวิธี (โจว เซนเซง ชิ และ เจีย 2008) มีการปรับเปลี่ยนเล็กน้อย 0.2 กรัมแช่เนื้อผงที่ได้ในวิธีเดียวกันเป็นการทดสอบเอนไซม์ถูก vortexed กับ 0.8 ml เมทานอ 80% กรดฟอร์มิก 1%) แล้ว แยกผ่านคืนที่ 4 ° C ในตู้เย็น ส่วนผสมสกัด sonicated ที่ 30 ° C ใน 30 นาที และ centrifuged 10, 000 × g สำหรับ 30 นาที สารตกค้างเป็นการสกัด ด้วยเมทานอล 80% 0.5 ml และ centrifuged อีก โซลูชั่นแยกสองถูกรวม และกรองผ่านตัวกรองเข็ม μm 0.45 ก่อนวิเคราะห์ HPLC โซลูชั่นมาตรฐานฟีนอหุ้นถูกเตรียมในเมทานอล 80% มีกรดอะซิติก 1% (v/v) ทั้งหมดที่ถูกกรองผ่านเยื่อหุ้ม μm 0.45 และ degassed โดยเครื่องกรองสูญญากาศก่อนใช้ทำการแบ่งแยก phenolics ใช้คอลัมน์ระยะกลับ (ODS-3, 5 μm, inertsil 4.6 × 150 mm, C/N 5020-01731, GL วิทยาศาสตร์ Inc. ประเทศญี่ปุ่น) ระยะการเคลื่อน a:กรดอะซิติก 1% ในน้ำกลั่นกรอง B: 100% เมทานอลเกรดของ HPLC โปรแกรมไล่โทนสีที่ใช้มีดังนี้: 0-5 min: 10% B, 5 – 15 นาที: B เส้นไล่ระดับ 10 – 20%, 15 – 30 นาที: B เส้นไล่ระดับ 20 – 40%, 30 – 35 นาที: 40 – 50%, 35 – 45 นาที: 50 – 80%, 45-55 นาที: 80 – 10%, 60 นาที: หยุด อัตราการไหล 0.8 ml/min และปริมาณฉีดได้ 10 μl สำหรับมาตรฐาน μl 60 สำหรับตัวอย่าง ระบบการดำเนินการที่อุณหภูมิ 40 องศาเซลเซียส ยอดได้ระบุ โดยเปรียบเทียบของแรมสเป็คตรา UV และรักษาเวลามาตรฐานแท้ ความเข้มข้นของสารฟีนอละถูกกำหนดตามยอดตั้งและปรับแต่งเส้นโค้งมาจากสารอาหารที่เกี่ยวข้อง กำหนดเนื้อหาฟีนอรวมเป็นสรุปของพื้นที่สูงสุด 6 จาก 280 nm ที่รักษาเวลานาที (RT) 3.4, 5.4 และ 11 และ 326 nm ที่ RT 12, 22 และ 34 นาที ตามลำดับ แปลงเนื้อหาฟีนอ (μg/g FW)2.7 การกำหนดอัตราการหายใจมันฝรั่งชิ้น (200 กรัม) ถูกวางไว้ในภาชนะพลาสติก และปิดผนึกสำหรับ h 12 ที่ 3 ° C อุณหภูมิในการเก็บ ความเข้มข้น CO2 ถูกวัดโดยใช้เครื่อง CO2 (PBI-940437B, PBI Dansensor เดนมาร์ก) อัตราการหายใจมีคำนวณตามที่อธิบายไว้ก่อนหน้านี้ โดย Castelló, Fito และ Chiralt (2006)2.8 การทดลองออกแบบและวิเคราะห์ทางสถิติได้ดำเนินการทดลองทั้งหมด มีสามเหมือนกับต่อการรักษาในแบบ randomized สมบูรณ์ ข้อมูลถูก analysed โดยการวิเคราะห์ความแปรปรวนแยกเฉลี่ยและ LSD ที่ P < 0.05 ข้อมูลทั้งหมดที่แสดงในตัวเลขมีวิธีการสามเหมือนกับ±ส่วนเบี่ยงเบนมาตรฐาน

ผลลัพธ์ (ไทย) 2:

2. วัสดุและวิธีการ
2.1 วัสดุปลูกและการรักษาบ่ม
มันฝรั่ง (S.tuberosum พันธุ์เนเธอร์แลนด์ # 7) ที่ซื้อมาจากตลาดขายส่งเก็บเกี่ยวสดใหม่ในท้องถิ่นไท่หนานมณฑลซานตงประเทศจีน หลังจากที่ส่งไปยังห้องปฏิบัติการที่ไม่ใช่ความเสียหายและกินหัวไม่เสียได้รับการคัดเลือกเพื่อรับการรักษาบ่ม 10 วันและนำไปใช้สำหรับการทดสอบสดตัด มันฝรั่งทดลองตัดสดโดยใช้การรักษาได้รับการรักษาหัวมันฝรั่งซ้ำเป็นเวลาสี่ปีนับจากปี 2010 ถึงปี 2013 สีเนื้อและการเปลี่ยนแปลงการเผาผลาญฟีนอลที่เกี่ยวข้องกับการเกิดสีน้ำตาลได้รับการตรวจสอบกับมันฝรั่งเก็บเกี่ยวสดใหม่ทั้งในระหว่างการรักษาของมันฝรั่งเหมือนเดิมและหลังจากการบ่มระยะเวลาในการสดตัด มันฝรั่งในปี 2013 ซึ่งในสารประกอบฟีนอบุคคลที่ได้มาวิเคราะห์โดย High Performance Liquid Chromatography (HPLC) ผลการทดลองที่แตกต่างกันในปีที่แตกต่างกันมีความคล้ายคลึงกันมากในค่าสี, คุณภาพของภาพโดยรวมและ PPO กิจกรรม PAL ของมันฝรั่งสดตัด ข้อมูลที่นำเสนอนี้มาจากผลของปี 2013 เพื่อให้แน่ใจว่าข้อมูลทั้งหมดมาจากวัสดุพืชเดียวกัน. การรักษาบ่ม: มันฝรั่งถูกบรรจุในเอทิลีน (PE) ถุงพลาสติกและใส่ในตู้ควบคุมอุณหภูมิเป็นเวลา 10 วัน กลุ่มหนึ่งถูกเก็บไว้ที่ 16 ± 1 ° C เพื่อการรักษาในขณะที่กลุ่มอื่น ๆ ที่ถูกเก็บไว้ที่ 2-3 องศาเซลเซียส (อุณหภูมิการเก็บรักษาในเชิงพาณิชย์ในประเทศจีน) เป็นตัวควบคุม (CK) สามถูกนำตัวอย่างที่ 0, 5, 10 วันในระหว่างระยะเวลาการรักษาการรักษา. 2.2 ทดลองตัดสด10 วันหลังจากการรักษาบ่มหัวมันฝรั่งถูกถอดออกจากการจัดเก็บอุณหภูมิทั้งสอง (การรักษาและการควบคุม) และใช้สำหรับการทดลองสดตัด หัวถูกมือปอกเปลือกและหั่นเป็น 5 มมชิ้นหนาซึ่งได้รับการล้างทันทีใน 50 ppm NaOCl (pH 7.0) เป็นเวลา 5 นาที น้ำส่วนเกินถูกลบออกโดยการระบายน้ำและ blotting กับผ้าและชิ้นถูกบรรจุลงในถุง PE, เก็บไว้ที่ 2-3 องศาเซลเซียส ชิ้นที่ถูกถอดออกจากการจัดเก็บเย็นหลังจากที่ 0, 3, 6, 9 และ 12 วัน สุ่มเลือกแต่ละชิ้น (8 ชิ้น) ต่อซ้ำและ 3 ซ้ำต่อตัวอย่างถูกเก็บรวบรวมและวิเคราะห์ การวิเคราะห์รวมถึงความมุ่งมั่นของการเปลี่ยนสี, การหายใจและการนำเช่นเดียวกับสารประกอบฟีนอลรวมและเป็นราย, PPO กิจกรรมเอนไซม์ PAL. 2.3 การประเมินคุณภาพของภาพที่มีคุณภาพภาพได้รับการตรวจสอบให้เป็นไปตามมาตรฐานการทดสอบทางประสาทสัมผัส (Ma et al., 2010) คุณภาพของภาพโดยรวมได้รับการประเมินในระดับ 9-1 ด้วย 9 เช่นตัดสดเท่ากับยอดเยี่ยมที่มีข้อบกพร่องไม่; 7 เป็นสิ่งที่ดีมากที่มีข้อบกพร่องเล็ก ๆ น้อย ๆ ; 5 ยุติธรรมตามที่มีข้อบกพร่องในระดับปานกลาง 3 เท่ากับไม่ดีกับข้อบกพร่องที่สำคัญ และ 1 ระบุกินไม่ได้ คะแนนจาก 5 ได้รับการพิจารณาขีด จำกัด ของขีดความสามารถและอายุการเก็บรักษาที่ถูกกำหนดไว้ที่วันที่จำเป็นในการเข้าถึงคะแนนจาก 5. 2.4 วัดสีสีพื้นผิวของชิ้นถูกกำหนดด้วย Minolta CR-400 colourimeter L * (ความสว่าง) * (สีเขียว) และ b * (สีเหลืองสีฟ้า) ดัชนีของระบบ CIELAB colourimetric ถูกนำมาใช้ในการประเมินการเปลี่ยนแปลงสีของตัวอย่างมันฝรั่ง แต่ละชิ้นได้รับการวัดสองครั้ง (แต่ละด้าน), 8 แต่ละชิ้นจากการทำซ้ำในแต่ละวัด (16 วัดได้ดำเนินการสำหรับแต่ละการจำลองแบบสามซ้ำสำหรับการรักษาในแต่ละจุดแต่ละครั้ง.) 2.5 สมรรถนะของเอนไซม์สุ่มเลือกชิ้นมันฝรั่งถูกเก็บที่ 0, 3, 6, 9, 12 วันหลังจากตัดสดและแช่แข็งทันทีโดยไนโตรเจนเหลว ตัวอย่างที่ถูกบดแล้วด้วยไนโตรเจนเหลวเป็นผงแช่แข็งจากโรงงานวิเคราะห์ (IKA A11 พื้นฐาน IKA Werke GmbH & Co. KG, Staufen, เยอรมนี) และเก็บไว้ที่ -80 ° C จนใช้ กิจกรรม PPO มาวิเคราะห์ตามวิธีการอธิบายโดย Galeazzi, Sgarbieri และ Constantinides (1981) หนึ่งกรัมของผงแช่แข็งทำให้เป็นเนื้อเดียวกันมี 4 มิลลิลิตรฟอสเฟตบัฟเฟอร์ (pH 7.0) และ 0.1 กรัมละลายน้ำ polyvinylpolypyrrolidone (PVPP) หมุนเหวี่ยงที่ 10,000 กรัม× 15 นาทีที่ 4 ° C และสารละลายที่ใช้ในการวิเคราะห์ ส่วนผสมปฏิกิริยาประกอบด้วย 0.1 มล. ของสารสกัดเอนไซม์ 2 มิลลิลิตร 200 มิลลิฟอสเฟตบัฟเฟอร์ (pH 6.8) และ 0.5 มิลลิลิตร 20 มิลลิเมตรแก้ปัญหา catechol กิจกรรมของเอนไซม์โดยวัดจากการเพิ่มขึ้นของการดูดกลืนแสงที่ 410 นาโนเมตร หนึ่งหน่วยของเอนไซม์ถูกกำหนดเป็นเพิ่มขึ้นในการดูดกลืนแสง 0.01 ต่อนาทีภายใต้เงื่อนไขการทดสอบ กิจกรรม PPO ได้แสดงออกเป็นหน่วยของกิจกรรมต่อมิลลิกรัมโปรตีนต่อชั่วโมง ปริมาณโปรตีนเป็นตัวชี้วัดตามที่อธิบาย (แบรด, 1976) จากสารสกัดเดียวกันที่พีเอช 7.0. กิจกรรม PAL วัดตามที่อธิบายไว้ก่อนหน้านี้โดยมาร์ติเน Tellez และ Lafuente (1997) ที่มีการปรับเปลี่ยนเล็กน้อย 1 กรัมผงแช่แข็งที่อธิบายไว้ข้างต้นทดสอบ PPO ทำให้เป็นเนื้อเดียวกันมี 4 มิลลิลิตร 50 มมบัฟเฟอร์ borate (pH 8.5), หมุนเหวี่ยงที่ 10,000 กรัม× 15 นาทีที่ 4 ° C 2 มิลลิลิตรบัฟเฟอร์ (pH 8.5) และ 1 มิลลิลิตรของ 20 mm L-Phenylalanine ถูกบันทึกอยู่ในสองหลอดแต่ละ 0.3 มล. ของการแก้ปัญหาการทำงานของเอนไซม์ (จากใส) ถูกบันทึกอยู่ในหนึ่งในหลอดและ 0.3 มล. น้ำถูกบันทึกอยู่ในหลอดอื่น ๆ ดูดกลืนแสงที่ 290 นาโนเมตรวัดสองครั้ง (ก่อนและหลังหลอดปฏิกิริยาบ่มที่อุณหภูมิ 40 องศาเซลเซียสเป็นเวลา 1 ชั่วโมง) หนึ่งหน่วยของกิจกรรม PAL ถูกกำหนดเป็นปริมาณของเอนไซม์ที่ผลิตเป็นเพิ่มขึ้น 0.01 หน่วยการดูดกลืนแสงในเวลา 1 ชั่วโมง กิจกรรม PAL ได้แสดงออกเป็นหน่วยของกิจกรรมต่อโปรตีนมิลลิกรัมต่อชั่วโมง. 2.6 ความมุ่งมั่นของฟีนอลวิธี HPLC ที่ใช้สำหรับการวิเคราะห์สารประกอบฟีนอลของแต่ละบุคคล สารประกอบฟีนอสกัดตามวิธีการ (โจวเซงชิและ Xie 2008) ที่มีการปรับเปลี่ยนเล็กน้อย 0.2 กรัมแช่แข็งเนื้อผงที่ได้รับในวิธีการเดียวกับการทดสอบการทำงานของเอนไซม์ที่ได้รับการ vortex กับ 0.8 มลเมทานอล (เมธานอล 80%, กรด 1%) สารสกัดจากนั้นข้ามคืนที่ 4 ° C ในตู้เย็น ถูก sonicated ส่วนผสมสกัดที่อุณหภูมิ 30 องศาเซลเซียสเป็นเวลา 30 นาทีและหมุนเหวี่ยงที่ 10,000 ×กรัมเป็นเวลา 30 นาที ที่เหลือเป็นอีกครั้งที่สกัดด้วยเมทานอล 0.5 มล. 80% และปั่นอีกครั้ง สองโซลูชั่นสกัดมารวมกันและกรองผ่านตัวกรองเข็มฉีดยา 0.45 ไมโครเมตรก่อนที่จะมีการวิเคราะห์ HPLC การแก้ปัญหาสต็อกของมาตรฐานฟีนอลได้จัดทำขึ้นเมทานอล 80% 1% กรดอะซิติก (v / v) ตัวทำละลายทั้งหมดถูกกรองผ่านเยื่อ 0.45 ไมโครเมตรและ degassed โดยการกรองสูญญากาศก่อนที่จะถูกนำมาใช้. แยกฟีนอลได้รับการดำเนินการโดยใช้คอลัมน์เฟสแบบผันกลับ (inertsil ODS-3, 5 ไมครอน 4.6 × 150 มม C / N 5,020-01,731, GL วิทยาศาสตร์ อิงค์ญี่ปุ่น) เฟสเคลื่อนที่เป็น 1% กรดอะซิติกในการกรองน้ำกลั่น; B: 100% เมทานอลเกรด HPLC โปรแกรมการไล่ระดับสีที่ใช้มีดังนี้ 0-5 นาที: 10% B, 5-15 นาที: ลาดเชิงเส้น 10-20% B, 15-30 นาที: ลาดเชิงเส้น 20-40% B, 30-35 นาที: 40 50% 35-45 นาที: 50-80%, 45-55 นาที: 80-10%, 60 นาที: หยุด อัตราการไหลอยู่ที่ 0.8 มล. / นาทีและปริมาณการฉีดคือ 10 ไมโครลิตรมาตรฐาน 60 ไมโครลิตรตัวอย่าง ระบบการทำงานที่อุณหภูมิ 40 ° C ยอดเขาที่ถูกระบุโดยเปรียบเทียบของเวลาการเก็บรักษาและสเปกตรัมรังสียูวีที่มีมาตรฐานที่แท้จริง ความเข้มข้นของสารประกอบฟีนอลของแต่ละบุคคลที่ถูกกำหนดขึ้นอยู่กับพื้นที่สูงสุดและเส้นโค้งการสอบเทียบที่ได้จากการที่สอดคล้องสารประกอบของแท้ เนื้อหาฟีนอลทั้งหมดถูกกำหนดเป็นบทสรุปจาก 6 พื้นที่สูงสุดจาก 280 นาโนเมตรที่ระยะเวลาเก็บกัก (RT) 3.4, 5.4 และ 11 นาทีและ 326 นาโนเมตรที่ RT 12, 22, และ 34 นาทีตามลำดับแปลงเนื้อหาฟีนอล (ไมโครกรัม / FW กรัม). 2.7 การกำหนดอัตราการหายใจชิ้นมันฝรั่ง (200 กรัม) ถูกวางไว้ในภาชนะพลาสติกและปิดผนึกเป็นเวลา 12 ชั่วโมงที่อุณหภูมิ 3 องศาเซลเซียสอุณหภูมิการเก็บรักษา ความเข้มข้นของ CO2 ที่ได้รับการวัดโดยใช้เครื่องมือ CO2 (PBI-940437B, PBI Dansensor, เดนมาร์ก) อัตราการหายใจที่คำนวณได้ตามที่อธิบายไว้ก่อนหน้านี้โดยCastelló, Fito และ Chiralt (2006). 2.8 การออกแบบการทดลองและการวิเคราะห์ทางสถิติในทุกการทดลองกับสามซ้ำต่อการรักษาในแบบสุ่มสมบูรณ์ วิเคราะห์ข้อมูลโดยใช้การวิเคราะห์ความแปรปรวนที่มีการแยกค่าเฉลี่ยและ LSD ที่ P <0.05 ข้อมูลทั้งหมดที่แสดงในตัวเลขที่มีความหมายของสามซ้ำ±ค่าเบี่ยงเบนมาตรฐาน