2. Materials and methods2.1. Bacter

2. Materials and methods
2.1. Bacterial strains
The potential probiotic bacterium L. plantarum VSG3 isolated
from the gut contents of the tropical freshwater fish rohu, L. rohita
[16] was used in this study. The bacterium was cultured and
maintained as described earlier [17].
2.2. Diet preparation
The basal dietwas prepared aswe described earlier [17]. Proximate
analysis of the basal feed was performed according to the AOAC
(Association ofOfficial Analytical Chemists)method [18] revealed 37.9%
crudeprotein, 9.4% crude lipid, and 12.4% ash. The basaldietwas used as
controldiet. Inthe3experimental diets (D-I,D-II, andD-III), L. plantarum
VSG3 suspension was added at a final dose of 1 106, 1 108, and
11010 cfu g1, respectively. To achieve accuratefinal concentrations of
the diet, the bacterial suspension was slowly added to dough, with
gradualmixing in a drum mixer. The experimental dietswere air-dried
in a drying cabinet using an air blower at 38 C until moisture levels
were around 10%. After air-drying, the dietswere broken up and sieved
into pellets of appropriate size and stored at 20 C until use.
The amount of L. plantarum in each diet was determined at 0, 30,
and 60 days of storage by spread plating on tryptone soya agar (TSA)
agar. L. plantarumlevel decreased by 6e11% and 21e33% over 30 days
and 60 days of storage, respectively. Therefore, fresh diets were
prepared at 30 days interval to ensurehighprobiotic levels inthe diets.
2.3. Experimental design
Healthy rohu (L. rohita) showing no signs of disease (gross and
microscopic examination of skin, gills, and kidney tissues of representative
samples), with no previous history of parasitic infections,
and having a mean body weight of 60 g were obtained from Mannal
fish farm, Thanjavur, Tamil Nadu, India and acclimatised to laboratory
conditions for 2 weeks in 500-L plastic quarantine tanks at
28 2 C. All the fish were fed with control diet during the acclimatisation
period. About 20% of thewater in all tankswas exchanged
daily and 100% of the water was exchanged once a week. The basic
physicoechemical parameters of the water were measured every
week [19]. The O2 and ammonia concentrations ranged from 6 to
7.5 mg L1 and .04e.06 mg L1 ppm, respectively, and pH ranged
from 7.0 to 8.0 throughout the study period.
The fish were randomly divided into 4 experimental groups
with three replicates in each. Tank capacitywas 200 L and each tank
contained 15 fish. Fish were fed one of 4 diets (Control, D-I, D-II, or
D-III). The feed rate was 3% of body weight per day, and equal
rations were provided at 09.00 and 17.00 h for 60 days. The amount
of diet consumed was determined by daily recovery of excess feed,
which was then dried and weighed [20]. Daily feed was adjusted
every 15 days by batch weighing after 24 h of starvation.
2.4. Growth parameters study
Eight randomly selected fish from each tank were batch
weighed at day 0, day 30, and day 60 after experimental feeding.
Growth performance was assessed in terms of weight gain (WG),
specific growth rate (SGR), and feed conversion ratio (FCR). WG (g
fish) ¼ WteW0; SGR (%) ¼ 100 (lnWtlnW0)/t; FCR ¼ FI/
(WtW0). Where, Wt and W0 were final and initial weight of fish,
respectively; t is the duration of feeding (in days); FI is feed intake.
2.5. Sample collection and immunological measurements
2.5.1. Sample preparation
Sampling was scheduled at day 30 and day 60 after probiotic
feeding. At each time point, 3 fish were randomly removed from
each tank after batch weighing and thus, a total of 9 fish were
collected per treatment for immunological assays. Blood samples
were collected from the caudal vein using a 2-mL syringe after
anaesthetising the fish with MS222 (SigmaeAldrich, St. Louis, MO,
U.S.A). The blood samples were transferred into Eppendorf tubes.
Following centrifugation (2000 g, 10 min, 4 C), serum was
collected and stored at 20 C until use.
Head kidneymacrophageswere isolated from9 fish per treatment
using themethod of Secombes [21] with previously described modifications
of Geng et al. [10]. Cell viability was evaluated using the
trypan blue exclusion test and cell density was determined in a haemocytometer.
Harvested cellswere adjusted to 1 107 cellsmL1 for
the assay.

2. Materials and methods
2.1. Bacterial strains
The potential probiotic bacterium L. plantarum VSG3 isolated
from the gut contents of the tropical freshwater fish rohu, L. rohita
[16] was used in this study. The bacterium was cultured and
maintained as described earlier [17].
2.2. Diet preparation
The basal dietwas prepared aswe described earlier [17]. Proximate
analysis of the basal feed was performed according to the AOAC
(Association ofOfficial Analytical Chemists)method [18] revealed 37.9%
crudeprotein, 9.4% crude lipid, and 12.4% ash. The basaldietwas used as
controldiet. Inthe3experimental diets (D-I,D-II, andD-III), L. plantarum
VSG3 suspension was added at a final dose of 1  106, 1  108, and
11010 cfu g1, respectively. To achieve accuratefinal concentrations of
the diet, the bacterial suspension was slowly added to dough, with
gradualmixing in a drum mixer. The experimental dietswere air-dried
in a drying cabinet using an air blower at 38 C until moisture levels
were around 10%. After air-drying, the dietswere broken up and sieved
into pellets of appropriate size and stored at 20 C until use.
The amount of L. plantarum in each diet was determined at 0, 30,
and 60 days of storage by spread plating on tryptone soya agar (TSA)
agar. L. plantarumlevel decreased by 6e11% and 21e33% over 30 days
and 60 days of storage, respectively. Therefore, fresh diets were
prepared at 30 days interval to ensurehighprobiotic levels inthe diets.
2.3. Experimental design
Healthy rohu (L. rohita) showing no signs of disease (gross and
microscopic examination of skin, gills, and kidney tissues of representative
samples), with no previous history of parasitic infections,
and having a mean body weight of 60 g were obtained from Mannal
fish farm, Thanjavur, Tamil Nadu, India and acclimatised to laboratory
conditions for 2 weeks in 500-L plastic quarantine tanks at
28  2 C. All the fish were fed with control diet during the acclimatisation
period. About 20% of thewater in all tankswas exchanged
daily and 100% of the water was exchanged once a week. The basic
physicoechemical parameters of the water were measured every
week [19]. The O2 and ammonia concentrations ranged from 6 to
7.5 mg L1 and .04e.06 mg L1 ppm, respectively, and pH ranged
from 7.0 to 8.0 throughout the study period.
The fish were randomly divided into 4 experimental groups
with three replicates in each. Tank capacitywas 200 L and each tank
contained 15 fish. Fish were fed one of 4 diets (Control, D-I, D-II, or
D-III). The feed rate was 3% of body weight per day, and equal
rations were provided at 09.00 and 17.00 h for 60 days. The amount
of diet consumed was determined by daily recovery of excess feed,
which was then dried and weighed [20]. Daily feed was adjusted
every 15 days by batch weighing after 24 h of starvation.
2.4. Growth parameters study
Eight randomly selected fish from each tank were batch
weighed at day 0, day 30, and day 60 after experimental feeding.
Growth performance was assessed in terms of weight gain (WG),
specific growth rate (SGR), and feed conversion ratio (FCR). WG (g
fish) ¼ WteW0; SGR (%) ¼ 100  (lnWtlnW0)/t; FCR ¼ FI/
(WtW0). Where, Wt and W0 were final and initial weight of fish,
respectively; t is the duration of feeding (in days); FI is feed intake.
2.5. Sample collection and immunological measurements
2.5.1. Sample preparation
Sampling was scheduled at day 30 and day 60 after probiotic
feeding. At each time point, 3 fish were randomly removed from
each tank after batch weighing and thus, a total of 9 fish were
collected per treatment for immunological assays. Blood samples
were collected from the caudal vein using a 2-mL syringe after
anaesthetising the fish with MS222 (SigmaeAldrich, St. Louis, MO,
U.S.A). The blood samples were transferred into Eppendorf tubes.
Following centrifugation (2000 g, 10 min, 4 C), serum was
collected and stored at 20 C until use.
Head kidneymacrophageswere isolated from9 fish per treatment
using themethod of Secombes [21] with previously described modifications
of Geng et al. [10]. Cell viability was evaluated using the
trypan blue exclusion test and cell density was determined in a haemocytometer.
Harvested cellswere adjusted to 1 107 cellsmL1 for
the assay.

0/5000

จาก: -

เป็น: -

ผลลัพธ์ (ไทย) 1: [สำเนา]

คัดลอก!

2. วัสดุและวิธีการ2.1. แบคทีเรียสายพันธุ์แยก VSG3 L. แบคทีเรียบาซิลลัสศักยภาพของโปรไบโอติกจากเนื้อหาลำไส้ของปลาน้ำจืดเขตร้อน rohu, L. rohita[16] ถูกใช้ในการศึกษานี้ แบคทีเรียมีอ่าง และรักษาที่อธิบายไว้ก่อนหน้านี้ [17]2.2. อาหารเตรียมDietwas แรกเริ่มที่เตรียม aswe อธิบายไว้ก่อนหน้านี้ [17] ธนบุรีดำเนินการวิเคราะห์อาหารแรกเริ่มตาม aoac หรือวิธี (ofOfficial สมาคมนักเคมีวิเคราะห์) [18] เผย 37.9%crudeprotein ไขมันดิบ 9.4% และ 12.4% เถ้า Basaldietwas ที่ใช้เป็นcontroldiet อาหาร Inthe3experimental (D-I, D-II, andD III), L. บาซิลลัสเพิ่มปริมาณสุดท้ายของ 1 106, 1 108, VSG3 ระงับ และ1 1010 โยง g 1 ตามลำดับ เพื่อให้ได้ความเข้มข้นของ accuratefinal ของอาหาร ระงับแบคทีเรียช้าเพิ่มแป้ง ด้วยgradualmixing ในเครื่องผสมถัง Dietswere ทดลองที่ air-driedตู้แห้งใช้เป็นเครื่องเป่าลมที่ 38 C จนถึงระดับความชื้นมีประมาณ 10% หลัง air-drying, dietswere เสียขึ้น และแหลกลาญเป็นขี้ของเหมาะสมขนาด และเก็บไว้ที่ 20 C จนถึงใช้กำหนดจำนวน L. บาซิลลัสในอาหารแต่ละที่ 0, 30และ 60 วันของการชุบกระจายบนอาหารเหลือง tryptone (TSA)อาหาร L. plantarumlevel ลด 6e11% และ 21e33% เกินกว่า 30 วันและ 60 วันของการจัดเก็บข้อมูล ตามลำดับ ดังนั้น อาหารสดได้จัดในช่วงเวลา 30 วันระดับ ensurehighprobiotic ในอาหาร2.3. ทดลองออกแบบสุขภาพ rohu (L. rohita) แสดงอาการของโรค (รวม และเนื้อเยื่อผิวหนัง เหงือก และไตของตัวแทนการตรวจด้วยกล้องจุลทรรศน์ตัวอย่าง), ที่ไม่มีประวัติก่อนหน้านี้ของการติดเชื้อพยาธิและมีน้ำหนักตัวเฉลี่ย 60 กรัมได้รับมาจาก Mannalปลา ฟาร์ม ทั้ง ทมิฬนาฑู อินเดีย และ acclimatised ไปห้องปฏิบัติการเงื่อนไข 2 สัปดาห์ในถัง 500 ลิตรพลาสติกเฉพาะที่28 2 C. ปลาที่ถูกเลี้ยง ด้วยอาหารควบคุมระหว่างการ acclimatisationระยะเวลาการ แลกเปลี่ยนประมาณ 20% ของ thewater ใน tankswas ทั้งหมดทุกวันและ 100% ของน้ำถูกเปลี่ยนสัปดาห์ละครั้ง พื้นฐานphysicoechemical พารามิเตอร์ของน้ำที่วัดทุกสัปดาห์ [19] ความเข้มข้น O2 และแอมโมเนียที่อยู่ในช่วงระหว่าง 6-7.5 mg L 1 และ. ppm mg L 1 04e.06 ตาม ลำดับ และค่า pH อยู่ในช่วงจาก 7.0 ถึง 8.0 ตลอดระยะเวลาการศึกษาปลาถูกสุ่มแบ่งออกเป็น 4 กลุ่มทดลองมีการเหมือนกับสามในแต่ละ Capacitywas ถัง 200 ลิตรและถังละประกอบด้วยปลา 15 ปลาที่เลี้ยงอาหาร 4 อย่างใดอย่างหนึ่ง (ควบคุม D-I, D-II หรือD-III) ราคาอาหารเป็น 3% ของน้ำหนักตัว ต่อ วัน และเท่ากับปันส่วนไว้ที่ 09.00 17.00 h 60 วัน ยอดเงินของอาหารที่บริโภคถูกกำหนด โดยอาหารส่วนเกิน กู้คืนทุกวันที่ถูกอบแห้ง และน้ำหนัก [20] ปรับปรุงอาหารประจำวันทุก ๆ 15 วัน โดยชุดชั่งน้ำหนักหลังจากอด 24 ชม2.4 การการศึกษาพารามิเตอร์เจริญเติบโต8 แบบสุ่มปลาจากแต่ละถังมีชุดชั่งน้ำหนักในวันที่ 0, 30 วัน และวันที่ 60 หลังจากให้อาหารทดลองเจริญเติบโตได้รับการประเมินในแง่ของน้ำหนัก (WG),อัตราการเติบโตเฉพาะ (แสดงสรุป), และอัตราส่วนอัตราแลกเนื้อ (FCR) WG (gปลา¼ WteW0 แสดงสรุป (%) / t ¼ 100 (lnWt lnW0) หา FCR ¼ /(Wt W0) ที่ Wt และ W0 มีน้ำหนักเริ่มต้น และสุดท้ายปลาตามลำดับ t คือ ระยะเวลาการให้อาหาร (เป็นวัน); เน็ตเป็นอาหารบริโภค2.5 ตัวอย่างการรวบรวมและประเมินปรับภูมิคุ้มกัน2.5.1. ตัวอย่างสุ่มตัวอย่างถูกกำหนดเวลา 30 วันและ 60 วันหลังจากวันโปรไบโอติกนม ในแต่ละขณะเวลา ปลา 3 ที่ถูกสุ่มเอาจากแต่ละถังหลังจากชั่งน้ำหนักชุดและดังนั้น ทั้งหมด 9 ปลารวบรวมต่อการรักษาสำหรับ assays ปรับภูมิคุ้มกัน ตัวอย่างเลือดได้รวบรวมจากหลอดเลือดดำครีบใช้เข็ม 2 มิลลิลิตรหลังจากanaesthetising ปลากับ MS222 (SigmaeAldrich, St. Louis, MOU.S.A) ตัวอย่างเลือดจะถูกโอนเข้าไปในท่อ Eppendorfต่อไปนี้การหมุนเหวี่ยง (2000 g, 10 นาที 4 C), ซีรั่มคือรวบรวม และเก็บไว้ที่ 20 C จนถึงใช้Kidneymacrophageswere หัวแยกปลา from9 ต่อการรักษาใช้ themethod ของ Secombes [21] ก่อนหน้านี้อธิบายการปรับเปลี่ยนของโจวเกิง et al. [10] ชีวิตเซลล์ถูกประเมินโดยใช้การพิจารณาสี trypan ยกเว้นเซลล์และทดสอบความหนาแน่นในแบบ haemocytometerหวง cellswere ไป 1 107 cellsmL 1 สำหรับการปรับปรุงทดสอบ

การแปล กรุณารอสักครู่..

ผลลัพธ์ (ไทย) 2:[สำเนา]

คัดลอก!

2. วัสดุและวิธีการ
2.1 แบคทีเรียสายพันธุ์
ที่มีศักยภาพโปรไบโอติกแบคทีเรีย L. plantarum VSG3 แยก
จากเนื้อหาทางเดินอาหารของปลาน้ำจืด Rohu เขตร้อนลิตร rohita
[16] ถูกนำมาใช้ในการศึกษานี้ แบคทีเรียที่เป็นที่เพาะเลี้ยงและ
การบำรุงรักษาตามที่อธิบายไว้ก่อนหน้านี้ [17].
2.2 อาหารเตรียม
dietwas ฐานเตรียม aswe อธิบายไว้ก่อนหน้า [17] ใกล้เคียง
การวิเคราะห์ของฟีดฐานที่ได้ดำเนินการไปตาม AOAC
(สมาคม ofOfficial นักเคมีวิเคราะห์) วิธีการ [18] เผย 37.9%
crudeprotein 9.4% ไขมันดิบและเถ้า 12.4% basaldietwas ใช้เป็น
controldiet อาหาร Inthe3experimental (DI, D-II, ANDD-III), L. plantarum
VSG3 ระงับถูกเพิ่มเข้ามาในปริมาณสุดท้ายของ 1? 106, 1? 108 และ
1 CFU 1010 กรัม 1 ตามลำดับ เพื่อให้บรรลุความเข้มข้น accuratefinal ของ
อาหารการระงับแบคทีเรียค่อย ๆ เพิ่มเข้าไปในแป้งด้วย
gradualmixing ในเครื่องผสมกลอง dietswere ทดลองอากาศแห้ง
ในตู้อบแห้งโดยใช้เครื่องเป่าอากาศที่ 38 องศาเซลเซียสจนถึงระดับความชื้น
ประมาณ 10% หลังจากที่อากาศแห้ง, dietswere เสียขึ้นและร่อน
ลงในเม็ดขนาดที่เหมาะสมและเก็บไว้ที่ 20 องศาเซลเซียสจนการใช้งาน.
ปริมาณของ L. plantarum ในอาหารแต่ละถูกกำหนดที่ 0, 30,
และ 60 วันของการจัดเก็บข้อมูลโดยการแพร่กระจายชุบ ใน Tryptone ถั่วเหลืองวุ้น (TSA)
วุ้น ลิตร plantarumlevel ลดลง 6e11% และ 21e33% ในช่วง 30 วัน
และ 60 วันของการจัดเก็บตามลำดับ ดังนั้นอาหารสดที่ถูก
จัดทำขึ้นในช่วงเวลา 30 วันในการระดับ ensurehighprobiotic inthe อาหาร.
2.3 การออกแบบการทดลอง
Rohu สุขภาพ ( L. rohita) แสดงอาการของโรคไม่ (ขั้นต้นและ
การตรวจด้วยกล้องจุลทรรศน์ของผิวหนังเหงือกและเนื้อเยื่อไตตัวแทน
ตัวอย่าง) กับไม่มีประวัติก่อนหน้าของการติดเชื้อพยาธิ
และมีน้ำหนักตัวเฉลี่ย 60 กรัม ที่ได้รับจาก Mannal
ฟาร์มปลาใน Thanjavur รัฐทมิฬนาฑูอินเดียและ acclimatised ไปยังห้องปฏิบัติการ
เงื่อนไขเป็นเวลา 2 สัปดาห์ใน 500-L ถังพลาสติกกักกันที่
28? 2? C ปลาทั้งหมดที่ถูกเลี้ยงด้วยอาหารสูตรควบคุมในระหว่างเคยชินกับสภาพ
ระยะเวลา เกี่ยวกับ 20 ของ thewater ใน tankswas ทั้งหมด% แลกเปลี่ยน
ประจำวันและ 100% ของน้ำที่ได้รับการแลกเปลี่ยนสัปดาห์ละครั้ง พื้นฐาน
พารามิเตอร์ physicoechemical ของน้ำที่ถูกวัดทุก
สัปดาห์ [19] The O2 และแอมโมเนียความเข้มข้นตั้งแต่ 6 ที่จะจาก
7.5 มิลลิกรัมต่อลิตร 1 และ .04e.06 มิลลิกรัม L? 1 ppm ตามลำดับและค่า pH อยู่ในช่วง
7.0-8.0 ตลอดระยะเวลาการศึกษา.
ปลาถูกแบ่งออกเป็น 4 กลุ่มทดลอง
กับสาม ซ้ำในแต่ละ ถัง capacitywas 200 L และถังเก็บแต่ละ
ที่มีอยู่ 15 ปลา ปลาได้รับการเลี้ยงดูอย่างใดอย่างหนึ่งของอาหาร 4 (ควบคุม DI, D-II หรือ
D-III) อัตราการป้อนเป็น 3% ของน้ำหนักตัวต่อวันและเท่ากับ
ปันส่วนได้ให้เวลา 09.00 และ 17.00 ต่อชั่วโมงเป็นเวลา 60 วัน จำนวนเงิน
ของการรับประทานอาหารบริโภคถูกกำหนดโดยการกู้คืนในชีวิตประจำวันของอาหารส่วนเกิน
ที่ถูกทำให้แห้งแล้วและชั่งน้ำหนัก [20] ข้อมูลประจำวันมีการปรับ
ทุก 15 วันโดยชุดการชั่งน้ำหนักหลังจาก 24 ชั่วโมงจากความอดอยาก.
2.4 การเจริญเติบโตศึกษา
แปดปลาสุ่มเลือกจากแต่ละถังมีชุด
ชั่งน้ำหนักในวันที่ 0, 30 วันและ 60 วันหลังจากการให้อาหารทดลอง.
การเจริญเติบโตได้รับการประเมินในแง่ของการเพิ่มน้ำหนัก (WG)
อัตราการเจริญเติบโตที่เฉพาะเจาะจง (SGR) และการเปลี่ยนอาหาร อัตราส่วน (FCR) WG (g
ปลา) ¼ WteW0; SGR (%) ¼ 100? (? lnWt lnW0) / T; FCR ¼ Fi /
(WT? W0) ที่น้ำหนักและ W0 มีน้ำหนักขั้นสุดท้ายและการเริ่มต้นของปลา
ตามลำดับ T คือระยะเวลาของการให้อาหาร (วัน) นั้น FI คือปริมาณอาหารที่กิน.
2.5 การเก็บตัวอย่างและภูมิคุ้มกันวัด
2.5.1 การเตรียมสารตัวอย่าง
การสุ่มตัวอย่างที่ถูกกำหนดในวันที่ 30 และ 60 วันหลังจากที่โปรไบโอติก
การให้อาหาร ที่จุดในแต่ละครั้ง 3 ปลาถูกถอดออกโดยการสุ่มจาก
แต่ละถังหลังจากที่ชุดการชั่งน้ำหนักและทำให้จำนวน 9 ปลาถูก
เก็บรวบรวมต่อการรักษาการตรวจทางภูมิคุ้มกัน ตัวอย่างเลือด
ที่ถูกเก็บรวบรวมจากหลอดเลือดดำหางโดยใช้เข็มฉีดยา 2 มิลลิลิตรหลังจาก
anaesthetising ปลาที่มี MS222 (SigmaeAldrich, St. Louis, MO,
USA) กลุ่มตัวอย่างเลือดถูกโอนเข้าไปในหลอด Eppendorf.
หลังจากการหมุนเหวี่ยง (2000 G, 10 นาที, 4? C), เซรั่มได้รับการ
เก็บรวบรวมและเก็บไว้ที่ 20 องศาเซลเซียสจนการใช้งาน.
หัวหน้า kidneymacrophageswere แยก from9 ปลาต่อการรักษา
โดยใช้ themethod ของ Secombes [21] ด้วยการปรับเปลี่ยนอธิบายไว้ก่อนหน้า
ของเกิง et al, [10] ชีวิตของเซลล์ได้รับการประเมินโดยใช้
Trypan สีฟ้าทดสอบการยกเว้นและความหนาแน่นของเซลล์ถูกกำหนดในสไลด์นับเม็ดเลือด.
เก็บเกี่ยว cellswere ปรับให้ 1 107 cellsmL? 1 สำหรับ
การทดสอบ

การแปล กรุณารอสักครู่..

ผลลัพธ์ (ไทย) 3:[สำเนา]

คัดลอก!

2 . วัสดุและวิธีการ2.1 . สายพันธุ์แบคทีเรียแบคทีเรียโพรไบโอติกที่มีศักยภาพ L . plantarum vsg3 แยกจากลำไส้เนื้อหาของเขตร้อนปลายี่สกเทศปลา rohita L[ 16 ] เป็นเครื่องมือที่ใช้ในการศึกษาครั้งนี้ สามารถเลี้ยงและรักษาตามที่อธิบายไว้ก่อนหน้านี้ [ 17 ]2.2 . การเตรียมอาหารแรกเริ่ม dietwas เตรียม aswe อธิบายไปก่อนหน้านี้ [ 17 ] โดยประมาณการวิเคราะห์ข้อมูลพื้นฐานการปฏิบัติตามองศา เซลเซียส( สมาคมนักเคมีวิเคราะห์ ofofficial ) [ 18 ] พบ 37.9 %crudeprotein , 9.4% ดิบ ไขมัน และเถ้าร้อยละ 12.4 . การ basaldietwas ใช้เป็นcontroldiet . inthe3experimental อาหาร ( ทํ d-ii andd , , 3 , L . plantarumvsg3 ระงับได้เพิ่ม dose สุดท้าย 1 106 , 108 , และ11010 CFU G1 ตามลำดับ เพื่อให้บรรลุ accuratefinal ของความเข้มข้นอาหาร , การระงับแบคทีเรียเพิ่มช้าๆ แป้ง กับgradualmixing ในกลองผสม อากาศ dietswere ทดลองอบแห้งในตู้แห้งโดยใช้เครื่องเป่าอากาศ 38 C จนถึงระดับความชื้นมีประมาณ 10 % หลังจากอากาศแห้ง , dietswere แตกอีกครั้งเป็นเม็ดขนาดเหมาะสมและเก็บรักษาที่อุณหภูมิ 20 องศาเซลเซียส ถึงใช้ปริมาณของ L . plantarum ในแต่ละอาหารถูกกำหนดเป็น 0 , 30 ,และ 60 วันของกระเป๋า โดยกระจายชุบบนทริพโทนเหลือง ( TSA )วุ้น ฉัน plantarumlevel ลดลง 6e11 % และ 21e33 % มากกว่า 30 วันจัดเก็บและ 60 วัน ตามลำดับ ดังนั้น อาหารสดเตรียมไว้ที่ 30 วัน ช่วงระดับ ensurehighprobiotic ในอาหาร2.3 การออกแบบการทดลองอุ่นเพื่อสุขภาพ ( L . rohita ) แสดงไม่มีสัญญาณของโรค ( รวมและตรวจด้วยกล้องจุลทรรศน์ของผิวหนัง เหงือก และเนื้อเยื่อไตของตัวแทนตัวอย่าง ) ไม่มีประวัติก่อนหน้าของเชื้อปรสิตและมีน้ำหนักตัวเฉลี่ย 60 กรัม ได้จาก mannalปลาฟาร์ม , Thanjavur ทมิฬ Nadu , อินเดีย และ acclimatised ห้องปฏิบัติการสภาพ 2 อาทิตย์ในถังพลาสติก 500-l ที่กักกัน28 2 . ปลาทั้งหมดที่เลี้ยงด้วยอาหารสูตรควบคุมในระหว่าง Acclimatisationระยะเวลา ประมาณ 20 % ของน้ำใน tankswas แลกเปลี่ยนทุกวัน และ 100% ของน้ำเปลี่ยนอาทิตย์ละครั้ง พื้นฐานพารามิเตอร์ของน้ำ physicoechemical วัดทุกสัปดาห์ [ 19 ] O2 และความเข้มข้นของแอมโมเนียอยู่ระหว่าง 6 ถึง7.5 mg L1 และ 04e.06 มก. L1 ppm ตามลำดับ และมีค่าพีเอชจาก 7.0 ถึง 8.0 ตลอดระยะเวลาการศึกษาปลา แบ่งเป็นกลุ่มทดลอง 4 กลุ่ม3 ซ้ำในแต่ละ capacitywas 200 ลิตรและถังแต่ละถังที่อยู่ 15 ปลา ปลาเป็นอาหารหนึ่งใน 4 อาหาร ( ควบคุม , ทํ d-ii , หรือ ,d-iii ) อัตราการป้อน 3 เปอร์เซ็นต์ ของน้ำหนักตัว ต่อวัน และเท่ากับปริมาณอาหารที่ให้บริการ และ 17.00 H 60 วัน จํานวนของอาหารที่บริโภคถูกกำหนดโดยการกู้คืนทุกวัน อาหารส่วนเกินซึ่งก็แห้งและชั่งน้ำหนัก [ 20 ] ปรับให้อาหารทุกวันทุก 15 วัน โดยชุดชั่งหลังจาก 24 ชั่วโมงของความอดอยาก2.4 . การศึกษาพารามิเตอร์การเจริญเติบโตแปดสุ่มปลาในถัง รุ่นชั่งน้ำหนักในวันที่ 0 , 30 วันและ 60 วัน หลังการให้อาหารทดลองการเจริญเติบโตและในแง่ของการเพิ่มน้ำหนัก ( WG )อัตราการเจริญเติบโตจำเพาะ ( SGR ) และอัตราส่วนการเปลี่ยนอาหารเป็นเนื้อ ( FCR ) WG ( ก.ปลา ) ¼ wtew0 ; SGR ( % ) ¼ 100 ( lnwtlnw0 ) / T ; FCR ¼ Fi /( wtw0 ) ที่ , และมีน้ำหนักอ้อยขั้นสุดท้าย และน้ำหนักของปลาตามลำดับ ; t คือระยะเวลาของการให้อาหาร ( วัน ) ; Fi คือการบริโภคอาหาร2.5 การเก็บตัวอย่างและการวัดดาวน์โหลด . ตัวอย่างการเตรียม2 นัดที่ 30 วัน 60 วันหลังจากที่โปรไบโอติกและการให้อาหาร ในแต่ละจุดเวลาที่ปลาเพื่อลบออกจากถังแต่ละหลังชุดเครื่องชั่ง และดังนั้น ทั้งหมด 9 กลุ่มปลาเก็บต่อรักษาภูมิคุ้มกัน ) . ตัวอย่างเลือดเก็บจากเส้นเลือดดำใช้ 2-ml เข็มหลัง หางanaesthetising ปลา ms222 ( sigmaealdrich เซนต์หลุยส์ โมสหรัฐอเมริกา ) ตัวอย่างเลือดถูกโอนเข้าเพนดอร์ฟหลอดต่อไปนี้การเหวี่ยงแยก ( 2000 G 10 นาที 4 C ) , ซีรั่มคือรวบรวม และจัดเก็บที่อุณหภูมิ 20 องศาเซลเซียส ถึงใช้หัว kidneymacrophageswere แยก from9 ปลาต่อ การรักษาโดยใช้วิธีการ secombes [ 21 ] กับที่อธิบายไว้ก่อนหน้านี้ การปรับเปลี่ยนของเกิง et al . [ 10 ] เซลล์จะถูกประเมินโดยใช้ไตรแพนทดสอบยกเว้นสีน้ำเงินและความหนาแน่นเซลล์ถูกกำหนดใน haemocytometer .เมื่อปรับระดับ 1 107 cellsml1 สำหรับ( . . .

การแปล กรุณารอสักครู่..

ภาษาอื่น ๆ

การสนับสนุนเครื่องมือแปลภาษา: กรีก, กันนาดา, กาลิเชียน, คลิงออน, คอร์สิกา, คาซัค, คาตาลัน, คินยารวันดา, คีร์กิซ, คุชราต, จอร์เจีย, จีน, จีนดั้งเดิม, ชวา, ชิเชวา, ซามัว, ซีบัวโน, ซุนดา, ซูลู, ญี่ปุ่น, ดัตช์, ตรวจหาภาษา, ตุรกี, ทมิฬ, ทาจิก, ทาทาร์, นอร์เวย์, บอสเนีย, บัลแกเรีย, บาสก์, ปัญจาป, ฝรั่งเศส, พาชตู, ฟริเชียน, ฟินแลนด์, ฟิลิปปินส์, ภาษาอินโดนีเซี, มองโกเลีย, มัลทีส, มาซีโดเนีย, มาราฐี, มาลากาซี, มาลายาลัม, มาเลย์, ม้ง, ยิดดิช, ยูเครน, รัสเซีย, ละติน, ลักเซมเบิร์ก, ลัตเวีย, ลาว, ลิทัวเนีย, สวาฮิลี, สวีเดน, สิงหล, สินธี, สเปน, สโลวัก, สโลวีเนีย, อังกฤษ, อัมฮาริก, อาร์เซอร์ไบจัน, อาร์เมเนีย, อาหรับ, อิกโบ, อิตาลี, อุยกูร์, อุสเบกิสถาน, อูรดู, ฮังการี, ฮัวซา, ฮาวาย, ฮินดี, ฮีบรู, เกลิกสกอต, เกาหลี, เขมร, เคิร์ด, เช็ก, เซอร์เบียน, เซโซโท, เดนมาร์ก, เตลูกู, เติร์กเมน, เนปาล, เบงกอล, เบลารุส, เปอร์เซีย, เมารี, เมียนมา (พม่า), เยอรมัน, เวลส์, เวียดนาม, เอสเปอแรนโต, เอสโทเนีย, เฮติครีโอล, แอฟริกา, แอลเบเนีย, โคซา, โครเอเชีย, โชนา, โซมาลี, โปรตุเกส, โปแลนด์, โยรูบา, โรมาเนีย, โอเดีย (โอริยา), ไทย, ไอซ์แลนด์, ไอร์แลนด์, การแปลภาษา.