2. Materials and methods2.1. Vat te

2. Materials and methods
2.1. Vat textile dyes
Vat Dyes Cibanon red 2B-MD (C.I. 67000), Cibanon golden-yellow PK-MD (C.I.
5910) and Cibanon blue GFJ-MD (C.I. 69825) were provided free of cost by Ciba
Pakistan (Ltd.), Faisalabad. Indanthrene direct black RBS was procured from DyeStar
Pakistan (Ltd.), Faisalabad.
2.2. White rot fungi and preparation of inocula
The culture slants of Pleurotus ostreatus IBL-02, Phanerochaete chrysosporium
IBL-03, C. versicolor IBL-04, Ganoderma lucidum IBL-05 and Schizophyllum commune
IBL-06 were obtained from Industrial Biotechnology Laboratory, Department of
Chemistry and Biochemistry, University of Agriculture, Faisalabad. Inocula for all
cultures were prepared in labeled 500 ml Erlenmeyer flasks containing 100 ml of
Kirk’s basal nutrient medium (Tien and Kirk, 1988) supplemented with 1% glucose.
The flasks were adjusted at pH 4.5 withMNaOH/M HCl solutions and autoclaved for
15 min at 121 C (1.11 kg/cm3). After cooling to room temperature, the flasks was
inoculated with WRF spores from respective slant cultures and placed in rotary
shaker (120 rpm) at 30 C for 3 days to get a homogenous conidial suspension
(1 108 spores/ml).
2.3. Basal nutrient medium and preparation of dye solutions
Vat dyes solutions were prepared in slightly modified Kirk’s basal nutrient
medium (Tien and Kirk, 1988; Asgher et al., 2007). It was noted that vat dyes were
not soluble in aqueous Kirk’s medium. To get clear dye solutions, alkaline Kirk’s
medium was prepared in 0.01 M NaOH solution. However, the pH of the resultant
dyes solutions was highly basic (pH 9–11) and adjustment of pH 4.5 (pH for WRF)
with M HCl caused significant salt formation. To overcome this problem, the pH was
adjusted to 4.5 using M methyl-succinic acid solution. The use of methyl-succinic
acid caused only negligible salt formation.
2.4. Decolorization protocol and screening experiment
Four sets (15 flasks each) of triplicate decolorization flaks contained 0.01% of the
respective dye solutions prepared in alkaline Kirk’s medium. All the decolorization
flasks were maintained at pH 4.5 withMmethyl-succinic acid, sterilized (121 C) for
15 min in autoclave (Sanyo, Japan), and inoculated with 5 ml homogenous conidial
suspension of respective WRF strains in biological hood (Dalton, Japan). The
inoculated flasks were shaken for 10 days at 30 C in orbital shaker (Sanyo–Gallenkamp,
UK) except for P. chrysosporium that was incubated at 37 C (Asgher et al.,
2007). Samples withdrawn from triplicate flasks after every 48 h were used to determine
the percent dye decolorization. The most decolorized dye was selected for
optimization of decolorization process.
2.5. Optimization of decolorization parameters
To improve the decolorization efficiency of C. versicolor IBL-04 for maximally
decolorized dye Cibanon blue GFJ-MD, the effect of varying pH, temperature, addition
of varying carbon and nitrogen sources and, varying initial dye concentrations
was investigated. Classical method for process optimization was adopted. In each
experiment one factor was varied in triplicate keeping the previously optimized at
constant level.
2.5.1. Effect of initial pH
Triplicate decolorization flasks containing 0.01% dye solutions were adjusted at
varying pH (pH 3, 3.5, 4, 4.5 and 5) using methyl-succinic acid, sterilized, inoculated
with C. versicolor and shaken (120 rpm) at 30 C for 10 days (optimum time selected
in screening study).
2.5.2. Effect of incubation temperature
Triplicate decolorization flasks adjusted to pH 4.5 (optimum) were processed at
varying incubation temperatures viz.; 25, 30, 35, 40, 45 and 50 C for 10 days.
2.5.3. Effect of carbon supplements
To enhance the Cibanon blue GFJ-MD decolorization by C. versicolor glucose,
fructose, maltose, molasses and starch (1% w/v) were used as carbon and energy
supplements, and the flasks were processed under optimum pH and temperature
conditions for 10 days. In a subsequent experiment the effect of varying concentrations
(0.1–2% w/v) of the best carbon additive (starch) was monitored.
2.5.4. Effect of nitrogen additives
Ammonium sulphate, ammonium nitrate, ammonium dihydrogen phosphate,
peptone and urea (0.02% w/v) were used in the presence of 1.0% starch (optimum
carbon source) and the flasks were shaken for 3 days (optimum of previous experiment)
under optimum conditions of pH and temperature.
2.5.5. Effect of initial dye concentration
The screening and optimization experiments were run with 0.001% dye solution.
To investigate the tolerance of the fungus against the dye, the decolorization was
carried out with varying concentration solutions (0.001–0.02%) of Cibanon blue GFJMD.
2.5.6. Dye adsorption
For investigating the dye adsorption taking place on fungal mycelia, the flasks
contained only the dye solutions (0.001–0.02%) prepared in distilled water and no
Kirk’s basal medium or additional nutrients were added. The dye solutions were
adjusted to optimum pH, autoclaved, inoculated and incubated under optimum
conditions. The dye removal taking place in the flasks was considered as the dye
adsorbed on fungal mycelia as no growth and enzyme formation will take place in
the absence of growth medium and nutrients.
2.6. Determination of dye decolorization
To determine the degree of decolorization, absorbance measurements were
done using a UV/visible spectrophotometer (PG Instruments, UK) at lmax of respective
dyestuffs. Cibanon red 2B-MD, Cibanon golden-yellow PK-MD, Cibanon
blue GFJ-MD and Indanthrene direct black RBS had lmax values of 522, 467, 665 and
580 nm, respectively. Original dye solutions (0.001%) prepared in alkaline Kirk’s
medium were used as standards. The absorbance value of samples from decolorization
flasks was corrected by subtracting the value for respective blanks
(alkaline Kirk’s media). The corrected absorbance values were compared with
standards to calculate the percent dye decolorization.
2.7. Enzyme activity assays
To investigate the ligninases involved in decolorization mechanism, the contents
of the decolorization flasks at the end of each optimization experiment were filtered.
The filtrates (cell free extracts) were centrifuged and the carefully collected supernatants
were analyzed for the determination of enzyme activities. The activity of LiP
was monitored by following the oxidation of veratryl alcohol (4 mM) to veratraldehyde
at 30 C in 0.2 mM sodium acetate buffer (pH 3) in the presence of
0.1 mM H2O2 (Tien and Kirk, 1988). Blank contained 100 ml of distilled water instead
of enzyme aliquot. The absorbance of the sample and standard veratraldehyde was
read at 420 nm.
MnP activity was determined by the method of Wariishi et al. (1992) in a reaction
mixture containing 0.1 ml of culture supernatant and 1.0 ml of 1 M MnSO4,
1.0 ml of 50 mM sodium malonate buffer (pH 4.5) in the presence of 0.5 ml of
0.1 mM H2O2. Manganese ions Mnþ3 form a complex with malonate which absorbs
at 270 nm (3270 11590 M 1 cm 1). The amount of enzyme required to cause a unit
increase in absorbance in 1 min/ml of the assay mixture was defined as one unit of
MnP activity.
Laccase was assayed by a slight modification of the method of Shin and Lee
(2000) following the oxidation of 2,20-azino-bis(3-ethyl-benzo-thiazoline-sulphonate)
(ABTS) at 420 nm (3420 36000 M 1 cm 1) in assay mixture containing 0.1 ml
enzyme filtrate and 1 ml of 0.3 mM ABTS in 1 ml of 50 mM sodium malonate buffer.
One unit laccase activity was defined as the amount of enzyme causing one unit
increase in absorbance per min per ml of the assay mixture.

ผลลัพธ์ (ไทย) 2:

2. วัสดุและวิธีการ2. Materials and methods
2.1 2.1. Vat textile dyes
Vat Dyes Cibanon red 2B-MD (C.I. 67000), Cibanon golden-yellow PK-MD (C.I.
5910) and Cibanon blue GFJ-MD (C.I. 69825) were provided free of cost by Ciba
Pakistan (Ltd.), Faisalabad. Indanthrene direct black RBS was procured from DyeStar
Pakistan (Ltd.), Faisalabad.
2.2. White rot fungi and preparation of inocula
The culture slants of Pleurotus ostreatus IBL-02, Phanerochaete chrysosporium
IBL-03, C. versicolor IBL-04, Ganoderma lucidum IBL-05 and Schizophyllum commune
IBL-06 were obtained from Industrial Biotechnology Laboratory, Department of
Chemistry and Biochemistry, University of Agriculture, Faisalabad. Inocula for all
cultures were prepared in labeled 500 ml Erlenmeyer flasks containing 100 ml of
Kirk’s basal nutrient medium (Tien and Kirk, 1988) supplemented with 1% glucose.
The flasks were adjusted at pH 4.5 withMNaOH/M HCl solutions and autoclaved for
15 min at 121 C (1.11 kg/cm3). After cooling to room temperature, the flasks was
inoculated with WRF spores from respective slant cultures and placed in rotary
shaker (120 rpm) at 30 C for 3 days to get a homogenous conidial suspension
(1 108 spores/ml).
2.3. Basal nutrient medium and preparation of dye solutions
Vat dyes solutions were prepared in slightly modified Kirk’s basal nutrient
medium (Tien and Kirk, 1988; Asgher et al., 2007). It was noted that vat dyes were
not soluble in aqueous Kirk’s medium. To get clear dye solutions, alkaline Kirk’s
medium was prepared in 0.01 M NaOH solution. However, the pH of the resultant
dyes solutions was highly basic (pH 9–11) and adjustment of pH 4.5 (pH for WRF)
with M HCl caused significant salt formation. To overcome this problem, the pH was
adjusted to 4.5 using M methyl-succinic acid solution. The use of methyl-succinic
acid caused only negligible salt formation.
2.4. Decolorization protocol and screening experiment
Four sets (15 flasks each) of triplicate decolorization flaks contained 0.01% of the
respective dye solutions prepared in alkaline Kirk’s medium. All the decolorization
flasks were maintained at pH 4.5 withMmethyl-succinic acid, sterilized (121 C) for
15 min in autoclave (Sanyo, Japan), and inoculated with 5 ml homogenous conidial
suspension of respective WRF strains in biological hood (Dalton, Japan). The
inoculated flasks were shaken for 10 days at 30 C in orbital shaker (Sanyo–Gallenkamp,
UK) except for P. chrysosporium that was incubated at 37 C (Asgher et al.,
2007). Samples withdrawn from triplicate flasks after every 48 h were used to determine
the percent dye decolorization. The most decolorized dye was selected for
optimization of decolorization process.
2.5. Optimization of decolorization parameters
To improve the decolorization efficiency of C. versicolor IBL-04 for maximally
decolorized dye Cibanon blue GFJ-MD, the effect of varying pH, temperature, addition
of varying carbon and nitrogen sources and, varying initial dye concentrations
was investigated. Classical method for process optimization was adopted. In each
experiment one factor was varied in triplicate keeping the previously optimized at
constant level.
2.5.1. Effect of initial pH
Triplicate decolorization flasks containing 0.01% dye solutions were adjusted at
varying pH (pH 3, 3.5, 4, 4.5 and 5) using methyl-succinic acid, sterilized, inoculated
with C. versicolor and shaken (120 rpm) at 30 C for 10 days (optimum time selected
in screening study).
2.5.2. Effect of incubation temperature
Triplicate decolorization flasks adjusted to pH 4.5 (optimum) were processed at
varying incubation temperatures viz.; 25, 30, 35, 40, 45 and 50 C for 10 days.
2.5.3. Effect of carbon supplements
To enhance the Cibanon blue GFJ-MD decolorization by C. versicolor glucose,
fructose, maltose, molasses and starch (1% w/v) were used as carbon and energy
supplements, and the flasks were processed under optimum pH and temperature
conditions for 10 days. In a subsequent experiment the effect of varying concentrations
(0.1–2% w/v) of the best carbon additive (starch) was monitored.
2.5.4. Effect of nitrogen additives
Ammonium sulphate, ammonium nitrate, ammonium dihydrogen phosphate,
peptone and urea (0.02% w/v) were used in the presence of 1.0% starch (optimum
carbon source) and the flasks were shaken for 3 days (optimum of previous experiment)
under optimum conditions of pH and temperature.
2.5.5. Effect of initial dye concentration
The screening and optimization experiments were run with 0.001% dye solution.
To investigate the tolerance of the fungus against the dye, the decolorization was
carried out with varying concentration solutions (0.001–0.02%) of Cibanon blue GFJMD.
2.5.6. Dye adsorption
For investigating the dye adsorption taking place on fungal mycelia, the flasks
contained only the dye solutions (0.001–0.02%) prepared in distilled water and no
Kirk’s basal medium or additional nutrients were added. The dye solutions were
adjusted to optimum pH, autoclaved, inoculated and incubated under optimum
conditions. The dye removal taking place in the flasks was considered as the dye
adsorbed on fungal mycelia as no growth and enzyme formation will take place in
the absence of growth medium and nutrients.
2.6. Determination of dye decolorization
To determine the degree of decolorization, absorbance measurements were
done using a UV/visible spectrophotometer (PG Instruments, UK) at lmax of respective
dyestuffs. Cibanon red 2B-MD, Cibanon golden-yellow PK-MD, Cibanon
blue GFJ-MD and Indanthrene direct black RBS had lmax values of 522, 467, 665 and
580 nm, respectively. Original dye solutions (0.001%) prepared in alkaline Kirk’s
medium were used as standards. The absorbance value of samples from decolorization
flasks was corrected by subtracting the value for respective blanks
(alkaline Kirk’s media). The corrected absorbance values were compared with
standards to calculate the percent dye decolorization.
2.7. Enzyme activity assays
To investigate the ligninases involved in decolorization mechanism, the contents
of the decolorization flasks at the end of each optimization experiment were filtered.
The filtrates (cell free extracts) were centrifuged and the carefully collected supernatants
were analyzed for the determination of enzyme activities. The activity of LiP
was monitored by following the oxidation of veratryl alcohol (4 mM) to veratraldehyde
at 30 C in 0.2 mM sodium acetate buffer (pH 3) in the presence of
0.1 mM H2O2 (Tien and Kirk, 1988). Blank contained 100 ml of distilled water instead
of enzyme aliquot. The absorbance of the sample and standard veratraldehyde was
read at 420 nm.
MnP activity was determined by the method of Wariishi et al. (1992) in a reaction
mixture containing 0.1 ml of culture supernatant and 1.0 ml of 1 M MnSO4,
1.0 ml of 50 mM sodium malonate buffer (pH 4.5) in the presence of 0.5 ml of
0.1 mM H2O2. Manganese ions Mnþ3 form a complex with malonate which absorbs
at 270 nm (3270 11590 M 1 cm 1). The amount of enzyme required to cause a unit
increase in absorbance in 1 min/ml of the assay mixture was defined as one unit of
MnP activity.
Laccase was assayed by a slight modification of the method of Shin and Lee
(2000) following the oxidation of 2,20-azino-bis(3-ethyl-benzo-thiazoline-sulphonate)
(ABTS) at 420 nm (3420 36000 M 1 cm 1) in assay mixture containing 0.1 ml
enzyme filtrate and 1 ml of 0.3 mM ABTS in 1 ml of 50 mM sodium malonate buffer.
One unit laccase activity was defined as the amount of enzyme causing one unit
increase in absorbance per min per ml of the assay mixture.

ผลลัพธ์ (ไทย) 3:

2 . วัสดุและวิธีการ
2.1 . ภาษีมูลค่าเพิ่มการย้อมสีสิ่งทอ
สี vat cibanon สีแดง 2b-md ( สาย 67 , 000 ) , cibanon สีเหลืองทอง pk-md ( สาย
5910 ) และ cibanon สีฟ้า gfj-md ( สาย 69825 ) จะได้รับฟรีของค่าใช้จ่ายโดย Ciba
ปากีสถาน ( จำกัด ) , Faisalabad . indanthrene ตรงสีดำนี้คือ procured จาก dyestar
ปากีสถาน ( จำกัด ) , Faisalabad .
2.2 . เชื้อราเน่าสีขาวและการเตรียม inocula
วัฒนธรรมของ slants Pleurotus ostreatus ibl-02 phanerochaete , chrysosporium
ibl-03 C ibl-04 , โรค , ibl-05 เห็ดหลินจือ และเห็ดแครง
ibl-06 ได้จากห้องปฏิบัติการเทคโนโลยีชีวภาพอุตสาหกรรม ภาควิชา
เคมีและชีวเคมี มหาวิทยาลัยเกษตร , Faisalabad . inocula ทั้งหมด
วัฒนธรรมเตรียมในป้าย 500 มล. ขวดบรรจุ 100 ml
เออร์เลนเมเยอร์เคิร์กแรกเริ่มสารอาหารปานกลาง ( เทียน และเคิร์ก , 1988 ) ที่เติมกลูโคส 1%
ขวดทำการปรับ pH 4.5 withmnaoh / M HCl โซลูชั่นและสังเคราะห์สำหรับ
ที่ 121 องศาเซลเซียส 15 นาที ( 1.11 kg ลิตร ) หลังจากเย็นอุณหภูมิห้อง ขวดที่ใส่อยู่
wrf สปอร์จากวัฒนธรรม ลาดที่เกี่ยวข้องและวางไว้ในโรตารี
เครื่องปั่น ( 120 รอบต่อนาทีที่อุณหภูมิ 30 องศาเซลเซียส เป็นเวลา 3 วัน เพื่อให้ได้
ระงับจากเนื้อเดียว1 108 สปอร์ / มล ) .
2.3 การเตรียมสื่อและแรกเริ่มของธาตุอาหารโซลูชั่น
ย้อมสี vat โซลูชั่นเตรียมในการแก้ไขเล็กน้อยเคิร์กแรกเริ่มสารอาหารปานกลาง ( เทียน และเคิร์ก
, 1988 ; asgher et al . , 2007 ) มันเป็นข้อสังเกตว่าสี vat และไม่ละลายในน้ำ
เคิร์ก ) ที่จะได้รับโซลูชั่นสีชัดเจน ด่างเคิร์ก
) เตรียมใน 0.01 M โซเดียมไฮดรอกไซด์ อย่างไรก็ตามpH ของ resultant
สีโซลูชั่นมีพื้นฐาน ( พีเอช 9 – 11 ) และปรับ pH ( pH สำหรับ wrf )
M HCl ที่เกิดกับชั้นเกลือที่สำคัญ ที่จะเอาชนะปัญหานี้ , pH 4.5 M
ปรับใช้เมทิลน้ำตาลแก้ การใช้กรดซัคซิเมทิลที่เกิดขึ้นเพียงเล็กน้อยเกลือหิน
.
2.4 . ขั้นตอนการคัดกรองการทดสอบ
4 ชุด ( 15 ขวดแต่ละ ) ของการทำสำเนาสามฉบับ flaks ที่มีอยู่ 0.01 % ของแต่ละสีไว้ในโซลูชั่น
เคิร์กเป็นด่างปานกลาง การ flasks ทั้งหมด
ถูกเก็บรักษาไว้ที่ pH 4.5 withmmethyl น้ำตาลฆ่าเชื้อ ( 121 องศาเซลเซียส 15 นาทีในหม้อฆ่าเชื้อ (
ซันโย ประเทศญี่ปุ่น และที่ใส่ 5 ml homogenous เดีย
ช่วงล่างของแต่ละ wrf สายพันธุ์ในเครื่องดูดควันทางชีวภาพ ( ดาลตันญี่ปุ่น )
หัวเชื้อขวดสั่นสะเทือน เป็นเวลา 10 วัน ที่อุณหภูมิ 30 องศาเซลเซียสในเครื่องปั่นโคจร ( ซันโย ) gallenkamp
, UK ) ยกเว้นหน้า chrysosporium ที่บ่มที่อุณหภูมิ 37 ( asgher et al . ,
2007 ) ตัวอย่าง ถอนตัวจากการทำสำเนาสามฉบับขวดทุกครั้งหลังจาก 48 ชั่วโมงใช้เพื่อกำหนด
เปอร์เซ็นต์ย้อมสี . ที่สุดพลึงย้อมถูกเลือกสำหรับการเพิ่มประสิทธิภาพของกระบวนการ
.
2.5การเพิ่มประสิทธิภาพของพารามิเตอร์
ปรับปรุงประสิทธิภาพของการกำจัดโรค ibl-04 C สำหรับสูงสุด
พลึงย้อม cibanon gfj-md สีน้ำเงิน อุณหภูมิ ผลของการเปลี่ยนแปลง pH เพิ่ม
ของคาร์บอนและไนโตรเจนที่แตกต่างกันและสีที่มีความเข้มข้นเริ่มต้น
ถูกตรวจสอบ วิธีที่คลาสสิกสำหรับการเพิ่มประสิทธิภาพกระบวนการเป็นลูกบุญธรรม ในแต่ละ
การทดลองหนึ่งปัจจัยที่หลากหลายทั้งสามใบไว้ก่อนหน้านี้ที่ระดับคงที่ (
.
ดาวน์โหลด . ผลของพีเอชเริ่มต้นของอาหารที่มีโซลูชั่นการ
ทำสำเนาสามฉบับ 0.01% ย้อมถูกปรับ pH ( pH แตกต่างกัน
3 , 3.5 , 4 , 4.5 และ 5 ) การใช้เมทิลน้ำตาลฆ่าเชื้อเชื้อ C .
, โรคและสะเทือน ( 120 รอบต่อนาทีที่อุณหภูมิ 30 องศาเซลเซียสเป็นเวลา 10 วัน ( เวลาที่เหมาะสมในการตรวจเลือก
ศึกษา ) .
งานวาง . ผลของการบ่มที่อุณหภูมิ
ทำสำเนาสามฉบับการ flasks ปรับ pH 4.5 ( ที่เหมาะสม ) มีการประมวลผลที่แตกต่างกัน ได้แก่ อุณหภูมิการบ่ม
; 25 , 30 , 35 , 40 , 45 และ 50 องศาเซลเซียสเป็นเวลา 10 วัน
2.5.3 . ผลของคาร์บอนเสริม
เพื่อเพิ่ม cibanon สีฟ้า gfj-md การกำจัดโรคโดย C .
โตส , มอลโตส , ตาล , ตาลและแป้ง ( 1% w / v ) ใช้เป็นคาร์บอนและพลังงาน
อาหารเสริมและอาหารถูกประมวลผลภายใต้พีเอชและอุณหภูมิอากาศ
เป็นเวลา 10 วัน ในต่อมาการทดลองผลของความเข้มข้นแตกต่างกัน
( 0.1 – 2 % w / v ) ที่สุดของคาร์บอนเพิ่ม ( แป้ง ) คือการตรวจสอบ .
2.5.4 . ผลของไนโตรเจน สารแอมโมเนียมไนเตรท
แอมโมเนียมซัลเฟต , แอมโมเนียมฟอสเฟต dihydrogen
extract , และยูเรีย ( 0.02 % w / v ) ที่ใช้ในการแสดงตนที่ 10 % แป้ง ( แหล่งคาร์บอนที่เหมาะสม
) และ flasks สั่นสะเทือนเป็นเวลา 3 วัน ( สูงสุดของการทดสอบก่อนหน้านี้ )
ภายใต้สภาวะที่เหมาะสมของ pH และอุณหภูมิ
สมบูรณ์ . ผลของความเข้มข้นเริ่มต้นของสีย้อม
คัดกรองและการเพิ่มประสิทธิภาพการทดลองใช้สารละลายสี 0.001 %
ศึกษาความอดทนของเชื้อรากับสี สีคือ
ดำเนินการกับค่าความเข้มข้นสารละลาย 0.01 - 0.02 % ) ของ cibanon สีฟ้า gfjmd .
2.5.6 . การดูดซับสีย้อม
เพื่อตรวจสอบการดูดซับสีเกิดขึ้นบนเส้นใยเชื้อรา , flasks
มีเพียงสี โซลูชั่น ( 0.001 – 0.02% ) ที่เตรียมไว้ในน้ำกลั่นและไม่มี
เคิร์กแรกเริ่มขนาดกลางหรือสารอาหารเพิ่ม . สีโซลูชั่น
ปรับพีเอชที่เหมาะสมสังเคราะห์ , ,บ่มเชื้อภายใต้สภาวะที่เหมาะสม

การกำจัดสีที่เกิดขึ้นในขวดเป็นย้อมเส้นใยเชื้อรา
ดูดซับบนเป็นไม่มีการเจริญเติบโตและเอนไซม์ การพัฒนาจะเกิดขึ้นในการขาดงานของการเจริญเติบโตปานกลาง

และสารอาหาร 2.6 การกำหนดสีและการกำหนดระดับของการ

วัดการดูดกลืนแสงคือการใช้ UV Spectrophotometer ( สหราชอาณาจักร / มองเห็นเครื่องมือ , PG ) Lmax สีย้อมนั้น

cibanon 2b-md cibanon สีแดง , สีเหลืองทอง pk-md cibanon
, สีฟ้าและสีดำ gfj-md indanthrene ตรงนี้ได้ค่า Lmax ของทั้งหมด 665 และ
522 , 580 นาโนเมตร โซลูชั่นสีเดิม ( 0.001 % ) เตรียมจัดเคิร์ก
สื่อที่ถูกใช้เป็นมาตรฐานนคุณค่าของตัวอย่างจากการได้รับการแก้ไขโดยการลบ
ขวดค่าสำหรับแต่ละช่องว่าง
( ด่าง เคิร์ก สื่อ ) แก้ไขค่าค่าเทียบกับมาตรฐานในการคำนวณเปอร์เซ็นต์สี

2.7 สี . . เอนไซม์
ศึกษา ligninases มีส่วนร่วมในกลไกการเนื้อหา
,ในการกำจัดจุลินทรีย์ในตอนท้ายของแต่ละเพิ่มประสิทธิภาพการทดลองกรองสารละลาย .
( เซลล์สารสกัดไฟฟ้าฟรี ) และการเก็บรวบรวมอย่างระมัดระวัง supernatants
วิเคราะห์การวิเคราะห์กิจกรรมของเอนไซม์ กิจกรรมของ lip
ถูกตรวจสอบโดยต่อปฏิกิริยาออกซิเดชันของแอลกอฮอล์ veratryl ( 4 มม. ) ที่อุณหภูมิ 30 องศาเซลเซียสใน veratraldehyde
02 มิลลิเมตรโซเดียมอะซิเตตบัฟเฟอร์ pH 3 ) ในการแสดงตนของ
0.1 มม. ( และ H2O2 เตียน เคิร์ก , 1988 ) เปล่ามีอยู่ 100 มล. น้ำกลั่นแทน
เอนไซม์ส่วนที่หารลงตัว มีการดูดกลืนแสงของตัวอย่างและ veratraldehyde มาตรฐาน

กิจกรรมอ่านที่ 420 นาโนเมตร ติดตั้งให้ถูกหาโดยวิธีของ wariishi et al . ( 1992 ) ในปฏิกิริยา
ส่วนผสมที่มี 0.1 มิลลิลิตร และนำวัฒนธรรม 1.0 มิลลิลิตร mnso4
1 m , 10 กรัม โซเดียม 50 มม. มาโลเนทบัฟเฟอร์ pH 4.5 ) ในการแสดงตนของ 0.5 มล.
H2O2 0.1 มิลลิเมตร แมงกานีสแมงกานีสไอออนþ 3 แบบฟอร์มที่ซับซ้อนกับมาโลเนทซึ่งดูดซับ
ที่ 270 nm ( การ 11590 M 1 ซม. 1 ) ปริมาณของเอนไซม์ที่จำเป็นเพื่อให้หน่วย
เพิ่มการดูดกลืนแสงใน 1 นาที / ml ( ผสม หมายถึง หน่วยหนึ่งของ

กิจกรรม MNP .- ถูก assayed โดยการปรับเปลี่ยนเล็กน้อยของวิธีของชินและอี
( 2000 ) ต่อไปนี้การเกิดออกซิเดชันของ 2,20-azino-bis ( 3-ethyl-benzo-thiazoline-sulphonate )
( Abbr ) ที่ 420 nm ( 0 , 1 ) ( 1 ) 0.1 มิลลิลิตรเอนไซม์ผสมที่ประกอบด้วย
1 มิลลิลิตร และกรอง 0.3 มม. Abbr ใน 1 มิลลิลิตร 50 มิลลิโมลาร์โซเดียม มาโลเนทบัฟเฟอร์ .
1 หน่วย - กิจกรรม กำหนดปริมาณของเอนไซม์เป็นสาเหตุหนึ่งหน่วย
เพิ่มค่าต่อมิลลิลิตรต่อนาที ( ส่วนผสม