M.-R. Chao, C.-H. Hsien,†, C.-M.

M.-R. Chao*, C.-H. Hsien*,†, C.-M. Yeh‡, S.-J. Chou*, C. Chu‡, Y.-C. Su* and C.-Y. Yu*,1
+ Author Affiliations

*Department of Veterinary Medicine, National Chiayi University, Chiayi, Taiwan
†The Gaushyong Branch Office, Bureau of Animal and Plant Inspection and Quarantine, Council of Agriculture, Executive Yuan, Taipei, Taiwan
‡Department of Applied Microbiology, National Chiayi University, Chiayi, Taiwan
↵1 Corresponding author: cyoyu@mail.ncyu.edu.tw
Received August 22, 2006.
Accepted March 29, 2007.

Next Section
Abstract

Salmonella enterica causes a number of significant poultry diseases and is also a major pathogen in humans. Most poultry infected by Salmonella become carriers; infection may also be fatal, depending on the particular serovar and the age of the bird at infection. Younger birds are more susceptible to infection by Salmonella, so it is critical that hatcheries monitor birds. We developed a method to use hatched eggshell membranes (HEM) to assess contamination by Salmonella in poultry hatching cabinets and to evaluate the prevalence of Salmonella in a goose hatchery and rearing farm. Comparison of the Salmonella isolation rate in hatching cabinets using 3 sampling methods showed that the highest Salmonella contamination was detected in HEM, and that these results differed significantly from those obtained from fluff samples and cabinet swab samples (P < 0.05). Analysis of HEM was also used to evaluate Salmonella contamination in goose, chicken, and duck hatcheries. The lowest Salmonella-positive rate was found for the chicken hatchery, followed by the goose and the duck hatcheries (P < 0.05). Six serogroups of Salmonella were detected in the 3 hatcheries: A, B, C1, C2, D, and E. The distribution of these serogroups differed among the hatcheries. Salmonella serogroup C1 was the major serogroup found in geese, compared with serogroup B in chickens and ducks. However, Salmonella Typhimurium was dominant in 1 goose hatchery and also in geese from this hatchery that had been transferred to a farm. Antibiotic susceptibility analysis showed that Salmonella Typhimurium strains isolated from the farm geese with diarrhea showed significantly higher resistance to doxycycline, colistin, sulfamethoxazole-trimethoprin, and cephalothin than those isolated from the hatchery (P < 0.05). Therefore, HEM as a detection target can be used to monitor Salmonella contamination in hatching cabinets and also be used to assess Salmonella prevalence in poultry hatcheries and rearing farms.

Key words
Salmonella enterica hatched eggshell membrane hatching cabinet hatchery
Previous Section
Next Section
INTRODUCTION

More than 2,500 Salmonella serovars have been identified, most of which belong to the species Salmonella bongori and Salmonella enterica. Based on pathogenesis, S. enterica can be divided into 2 broad groups. Group 1 consists of a large number of serovars, including Salmonella enterica serovars Typhimurium and Enteritidis, which can cause paratyphoid in infected animals. This group can colonize the alimentary tract of food animals, and can also cause gastrointestinal disease in a broad range of hosts, including humans. Group 2 comprises a small number of serovars that cause systemic typhoid-like disease in a restricted range of host species. Examples include Salmonella pullorum and Salmonella gallinarum, which cause pullorum disease and fowl typhoid in poultry. In poultry, pullorum disease, fowl typhoid, and paratyphoid may result in a high mortality rate in young birds, but affected adults typically have a nonlethal chronic or carrier status. In a carrier bird, Salmonella always exists in the alimentary tract and the reproductive system, and can thus be transmitted to humans through contaminated eggs and meat. Humans consuming the contaminated eggs or meat may contract salmonellosis (Gast, 1997).

Salmonella can be introduced into eggs by both vertical and horizontal transmission paths. In poultry, Salmonella can persist in both the spleen and the reproductive tract for a long time. During birds’ sexual maturation, Salmonella colonizes both the ovary and the oviduct of hens, and then infects eggs directly (Cox et al., 2000; Wigley et al., 2001). Among the serovars, both Salmonella Typhimurium and Salmonella Enteritidis can bind to isthmal secretions and be incorporated into the egg during formation; the Salmonella is localized on the inner side of the eggshells, where it is protected from the antimicrobial factors in egg white (Buck et al., 2003). In addition, the outer surface of the eggshell may be contaminated by Salmonella from feces. Moreover, Salmonella can also efficiently penetrate into the interior of eggs, especially in incubators and hatcheries (Cason et al., 1993; Bailey et al., 1994; Schoeni et al., 1995). Hatchery-acquired Salmonella substantially reduces the effectiveness of subsequent competitive exclusion treatments to prevent Salmonella from colonizing young chicks. Control of Salmonella contamination in hatching cabinets is critically important for controlling Salmonella infection in broilers (Bailey et al., 1998). Thus, development of an efficient method to monitor Salmonella contamination in hatching cabinets would be beneficial for Salmonella surveillance and control. Bailey et al. (1996) determined the effect of hatching cabinet sanitation treatment on Salmonella contamination by analyzing hatched eggshell fragments. In this study, hatched eggshell membranes (HEM) were collected and assayed for Salmonella contamination to assess hatchery contamination. The association of Salmonella prevalence in hatcheries with Salmonella prevalence in a rearing farm was also examined.

Previous Section
Next Section
MATERIALS AND METHODS

Sample Collection
In the study, 3 tests (denoted test A, test B, and test C) were designed. In test A, Salmonella contamination in a hatching cabinet was evaluated using HEM as the detection target. Five trials were performed in goose hatcheries. Each trial was performed using 3 to 6 hatching cabinets, with 10 hatched eggshell halves, 1 fluff sample, and 1 cabinet swab per cabinet. When any sample in each cabinet tested positive, this cabinet was counted as positive. In test B, HEM analysis was used to evaluate Salmonella prevalence in goose, duck, and chicken hatcheries. The hatched eggshell halves were taken from 2 goose hatcheries (denoted GA and GB), 2 duck hatcheries (DA, DB), and 3 chicken hatcheries (CA, CB, CC). It should be noted that formaldehyde fumigation of eggs was done in chicken hatcheries but not in the other hatcheries. In test C, after Salmonella Typhimurium was identified as the dominant Salmonella serotype in GA, a goose farm rearing the goslings from GA was visited and cloacal swabs were collected from geese ~4 wk old with diarrhea. The association of Salmonella contamination in the poultry hatchery with Salmonella infection in the associated rearing farms was investigated.

Bacterial Media and Antisera
All media and antisera used were purchase from Difco & BBL of Becton Dickinson and Company (Franklin Lakes, NJ). Gram-negative broth (GN, Difco 0486) and Rappaport-Vassiliadis broth (RV, Difco 1858) were used to enrich gram-negative bacteria and Salmonella. However, cloacal swabs were cultured in selenite Cys (SC, Difco 0687) broth. Xylose Lys deoxycholate agar (XLD, Difco 0788), sugar iron agar (TSI, Difco 0265), and Lys iron agar (LIA, Difco 0849) were used to differentiate Salmonella from other bacteria. Salmonella isolates were routinely grown on brain heart infusion agar (BHIA, Difco 0418) plates. Further, O antiserum (O antigen: 1, 4, 5, 12, Difco 2948) and H antiserum (H antigen: i, 1, 2, 7; Difco 2824, 265, 2266, 2477) were used to identify the serotype of each Salmonella isolate.

Isolation of Salmonella from Hatchery Samples
Samples from different sources were treated separately. Collected HEM were separated from the eggshell halves with sterile forceps, and the fluff samples were immersed in aseptic distilled water. Next, the HEM and the fluff samples were each put in tubes containing 5 mL of GN broth. The inner wall surfaces of hatching cabinets were sampled by vigorously swabbing an area of approximately 30 cm2 with dragging moist swabs that had been autoclaved within bottles of GN broth. The swabs were returned to the bottles after sampling. The above-mentioned samples were incubated at 37°C for 24 h.

If the initial isolation was Salmonella-negative, a delayed secondary enrichment was performed as described by Waltman and Mallinson (1995). The negative broth was kept at room temperature for 5 to 7 d. One milliliter of the broth was then transferred into 9 mL of RV broth and incubated at 37°C for 24 h. Selectively enriched samples from GN and RV broth were streaked onto XLD plates. These plates were incubated at 37°C for 24 h, and typical Salmonella colonies were selected as recommended by the manufacturer (Difco). In addition, at least 2 colonies of each plate were positively identified by TSI and LIA.

Serology was performed using Salmonella O and H antisera and Salmonella grown on fresh (18 to 24 h) BHI broth. All isolates were serogrouped by the slide agglutination test with the use of O antiserum to differentiate serogroup B, and were serotyped by the tube agglutination test with the use of H antiserum to identify the Typhimurium serovar.

Isolation of Salmonella from Cloacal Swabs
Cloacal swabs taken from 4-wk-old geese with diarrhea were transferred to 9 mL of SC broth and incubated at 37°C for 24 h. The methods used to identify typical Salmonella colonies were as described above.

Antimicrobial Susceptibility Test
The antimicrobial susceptibility test was performed by a standard disk diffusion method (National Committee for Clinical Laboratory Standards, 2000). The antimicrobial agents used were as follows: chloramphenicol (30 μg), trimethoprim/sulfamethoxazole (25 μg), tetracycline (30 μg), doxycycline (30 μg

M.-R. Chao*, C.-H. Hsien*,†, C.-M. Yeh‡, S.-J. Chou*, C. Chu‡, Y.-C. Su* and C.-Y. Yu*,1
+ Author Affiliations

*Department of Veterinary Medicine, National Chiayi University, Chiayi, Taiwan
†The Gaushyong Branch Office, Bureau of Animal and Plant Inspection and Quarantine, Council of Agriculture, Executive Yuan, Taipei, Taiwan
‡Department of Applied Microbiology, National Chiayi University, Chiayi, Taiwan
↵1 Corresponding author: cyoyu@mail.ncyu.edu.tw
Received August 22, 2006.
Accepted March 29, 2007.
 
Next Section
Abstract

Salmonella enterica causes a number of significant poultry diseases and is also a major pathogen in humans. Most poultry infected by Salmonella become carriers; infection may also be fatal, depending on the particular serovar and the age of the bird at infection. Younger birds are more susceptible to infection by Salmonella, so it is critical that hatcheries monitor birds. We developed a method to use hatched eggshell membranes (HEM) to assess contamination by Salmonella in poultry hatching cabinets and to evaluate the prevalence of Salmonella in a goose hatchery and rearing farm. Comparison of the Salmonella isolation rate in hatching cabinets using 3 sampling methods showed that the highest Salmonella contamination was detected in HEM, and that these results differed significantly from those obtained from fluff samples and cabinet swab samples (P < 0.05). Analysis of HEM was also used to evaluate Salmonella contamination in goose, chicken, and duck hatcheries. The lowest Salmonella-positive rate was found for the chicken hatchery, followed by the goose and the duck hatcheries (P < 0.05). Six serogroups of Salmonella were detected in the 3 hatcheries: A, B, C1, C2, D, and E. The distribution of these serogroups differed among the hatcheries. Salmonella serogroup C1 was the major serogroup found in geese, compared with serogroup B in chickens and ducks. However, Salmonella Typhimurium was dominant in 1 goose hatchery and also in geese from this hatchery that had been transferred to a farm. Antibiotic susceptibility analysis showed that Salmonella Typhimurium strains isolated from the farm geese with diarrhea showed significantly higher resistance to doxycycline, colistin, sulfamethoxazole-trimethoprin, and cephalothin than those isolated from the hatchery (P < 0.05). Therefore, HEM as a detection target can be used to monitor Salmonella contamination in hatching cabinets and also be used to assess Salmonella prevalence in poultry hatcheries and rearing farms.

Key words
Salmonella enterica hatched eggshell membrane hatching cabinet hatchery
Previous Section
Next Section
INTRODUCTION

More than 2,500 Salmonella serovars have been identified, most of which belong to the species Salmonella bongori and Salmonella enterica. Based on pathogenesis, S. enterica can be divided into 2 broad groups. Group 1 consists of a large number of serovars, including Salmonella enterica serovars Typhimurium and Enteritidis, which can cause paratyphoid in infected animals. This group can colonize the alimentary tract of food animals, and can also cause gastrointestinal disease in a broad range of hosts, including humans. Group 2 comprises a small number of serovars that cause systemic typhoid-like disease in a restricted range of host species. Examples include Salmonella pullorum and Salmonella gallinarum, which cause pullorum disease and fowl typhoid in poultry. In poultry, pullorum disease, fowl typhoid, and paratyphoid may result in a high mortality rate in young birds, but affected adults typically have a nonlethal chronic or carrier status. In a carrier bird, Salmonella always exists in the alimentary tract and the reproductive system, and can thus be transmitted to humans through contaminated eggs and meat. Humans consuming the contaminated eggs or meat may contract salmonellosis (Gast, 1997).

Salmonella can be introduced into eggs by both vertical and horizontal transmission paths. In poultry, Salmonella can persist in both the spleen and the reproductive tract for a long time. During birds’ sexual maturation, Salmonella colonizes both the ovary and the oviduct of hens, and then infects eggs directly (Cox et al., 2000; Wigley et al., 2001). Among the serovars, both Salmonella Typhimurium and Salmonella Enteritidis can bind to isthmal secretions and be incorporated into the egg during formation; the Salmonella is localized on the inner side of the eggshells, where it is protected from the antimicrobial factors in egg white (Buck et al., 2003). In addition, the outer surface of the eggshell may be contaminated by Salmonella from feces. Moreover, Salmonella can also efficiently penetrate into the interior of eggs, especially in incubators and hatcheries (Cason et al., 1993; Bailey et al., 1994; Schoeni et al., 1995). Hatchery-acquired Salmonella substantially reduces the effectiveness of subsequent competitive exclusion treatments to prevent Salmonella from colonizing young chicks. Control of Salmonella contamination in hatching cabinets is critically important for controlling Salmonella infection in broilers (Bailey et al., 1998). Thus, development of an efficient method to monitor Salmonella contamination in hatching cabinets would be beneficial for Salmonella surveillance and control. Bailey et al. (1996) determined the effect of hatching cabinet sanitation treatment on Salmonella contamination by analyzing hatched eggshell fragments. In this study, hatched eggshell membranes (HEM) were collected and assayed for Salmonella contamination to assess hatchery contamination. The association of Salmonella prevalence in hatcheries with Salmonella prevalence in a rearing farm was also examined.

Previous Section
Next Section
MATERIALS AND METHODS

Sample Collection
In the study, 3 tests (denoted test A, test B, and test C) were designed. In test A, Salmonella contamination in a hatching cabinet was evaluated using HEM as the detection target. Five trials were performed in goose hatcheries. Each trial was performed using 3 to 6 hatching cabinets, with 10 hatched eggshell halves, 1 fluff sample, and 1 cabinet swab per cabinet. When any sample in each cabinet tested positive, this cabinet was counted as positive. In test B, HEM analysis was used to evaluate Salmonella prevalence in goose, duck, and chicken hatcheries. The hatched eggshell halves were taken from 2 goose hatcheries (denoted GA and GB), 2 duck hatcheries (DA, DB), and 3 chicken hatcheries (CA, CB, CC). It should be noted that formaldehyde fumigation of eggs was done in chicken hatcheries but not in the other hatcheries. In test C, after Salmonella Typhimurium was identified as the dominant Salmonella serotype in GA, a goose farm rearing the goslings from GA was visited and cloacal swabs were collected from geese ~4 wk old with diarrhea. The association of Salmonella contamination in the poultry hatchery with Salmonella infection in the associated rearing farms was investigated.

Bacterial Media and Antisera
All media and antisera used were purchase from Difco & BBL of Becton Dickinson and Company (Franklin Lakes, NJ). Gram-negative broth (GN, Difco 0486) and Rappaport-Vassiliadis broth (RV, Difco 1858) were used to enrich gram-negative bacteria and Salmonella. However, cloacal swabs were cultured in selenite Cys (SC, Difco 0687) broth. Xylose Lys deoxycholate agar (XLD, Difco 0788), sugar iron agar (TSI, Difco 0265), and Lys iron agar (LIA, Difco 0849) were used to differentiate Salmonella from other bacteria. Salmonella isolates were routinely grown on brain heart infusion agar (BHIA, Difco 0418) plates. Further, O antiserum (O antigen: 1, 4, 5, 12, Difco 2948) and H antiserum (H antigen: i, 1, 2, 7; Difco 2824, 265, 2266, 2477) were used to identify the serotype of each Salmonella isolate.

Isolation of Salmonella from Hatchery Samples
Samples from different sources were treated separately. Collected HEM were separated from the eggshell halves with sterile forceps, and the fluff samples were immersed in aseptic distilled water. Next, the HEM and the fluff samples were each put in tubes containing 5 mL of GN broth. The inner wall surfaces of hatching cabinets were sampled by vigorously swabbing an area of approximately 30 cm2 with dragging moist swabs that had been autoclaved within bottles of GN broth. The swabs were returned to the bottles after sampling. The above-mentioned samples were incubated at 37°C for 24 h.

If the initial isolation was Salmonella-negative, a delayed secondary enrichment was performed as described by Waltman and Mallinson (1995). The negative broth was kept at room temperature for 5 to 7 d. One milliliter of the broth was then transferred into 9 mL of RV broth and incubated at 37°C for 24 h. Selectively enriched samples from GN and RV broth were streaked onto XLD plates. These plates were incubated at 37°C for 24 h, and typical Salmonella colonies were selected as recommended by the manufacturer (Difco). In addition, at least 2 colonies of each plate were positively identified by TSI and LIA.

Serology was performed using Salmonella O and H antisera and Salmonella grown on fresh (18 to 24 h) BHI broth. All isolates were serogrouped by the slide agglutination test with the use of O antiserum to differentiate serogroup B, and were serotyped by the tube agglutination test with the use of H antiserum to identify the Typhimurium serovar.

Isolation of Salmonella from Cloacal Swabs
Cloacal swabs taken from 4-wk-old geese with diarrhea were transferred to 9 mL of SC broth and incubated at 37°C for 24 h. The methods used to identify typical Salmonella colonies were as described above.

Antimicrobial Susceptibility Test
The antimicrobial susceptibility test was performed by a standard disk diffusion method (National Committee for Clinical Laboratory Standards, 2000). The antimicrobial agents used were as follows: chloramphenicol (30 μg), trimethoprim/sulfamethoxazole (25 μg), tetracycline (30 μg), doxycycline (30 μg

0/5000

จาก: -

เป็น: -

ผลลัพธ์ (ไทย) 1: [สำเนา]

คัดลอก!

ม. อาร์เจ้า * C. H. ประกอบไปด้วย *, †, c. M Yeh‡ เอสเจ โชว * C. Chu‡, C. Y. Su * และ C. Y ยู * 1+ เข้าสังกัดผู้เขียน* แผนกสัตวแพทยศาสตร์ มหาวิทยาลัยแห่งชาติอี้ อี้ ไต้หวัน†The Gaushyong สำนักงานสาขา สำนักสัตว์ และโรงงานตรวจสอบ และกักกัน คณะเกษตร บริหารหยวน ไทเป ไต้หวัน‡Department จุลชีววิทยาประยุกต์ มหาวิทยาลัยแห่งชาติอี้ อี้ ไต้หวัน↵1 Corresponding ผู้เขียน: cyoyu@mail.ncyu.edu.tw22 สิงหาคม 2006 รับ29 มีนาคม 2007 ที่ยอมรับ ส่วนถัดไปบทคัดย่อซัล enterica ทำให้จำนวนสัตว์ปีกที่สำคัญโรค และยังเป็นการศึกษาสำคัญในมนุษย์ สัตว์ปีกส่วนใหญ่เชื้อสายเป็น สายการบิน เชื้ออาจจะร้ายแรง serovar เฉพาะและอายุของนกที่ติดเชื้อ นกอายุน้อยมีโดยซัล จึงสำคัญว่า hatcheries ตรวจสอบนก เราพัฒนาวิธีการใช้เยื่อหุ้มเปลือกไข่ขีด (เฮ็ม) เพื่อประเมินการปนเปื้อน โดยซัลในสัตว์ปีกฟักตู้ และ เพื่อประเมินความชุกของระดับในโรงเพาะห่านและฟาร์มเพาะเลี้ยง เปรียบเทียบอัตราการแยกสายในฟักตู้โดยใช้วิธีสุ่มตัวอย่างที่ 3 พบว่า การปนเปื้อนซัลสูงสุดพบในเฮ็ม และที่ผลลัพธ์เหล่านี้แตกต่างอย่างมากจากผู้ที่ได้รับจาก fluff ตัวอย่างและตัวอย่าง swab ตู้ (P < 0.05) วิเคราะห์ของเฮ็มยังใช้เพื่อประเมินระดับการปนเปื้อน ในห่าน ไก่ เป็ด hatcheries พบอัตราการบวกระดับต่ำสุดสำหรับโรงเพาะไก่ ตาม hatcheries เป็ดและห่าน (P < 0.05) ตรวจพบใน 3 hatcheries serogroups หกของซัล: A, B, C1, C2, D และ E. กระจาย serogroups เหล่านี้แตกต่างจาก hatcheries ที่ สาย serogroup C1 เป็น serogroup สำคัญที่พบในห่าน การเปรียบเทียบกับ serogroup B ในไก่และเป็ด อย่างไรก็ตาม Typhimurium สายโดดเด่น ในห่าน 1 โรงเพาะ และ ในห่านจากนี้โรงเพาะที่มีการโอนย้ายไปฟาร์ม วิเคราะห์ภูมิไวรับยาปฏิชีวนะพบว่า ซัล Typhimurium สายพันธุ์ที่แยกต่างหากจากห่านฟาร์มกับโรคอุจจาระร่วงพบมากสูงทนต่อดอกซีไซคลีน colistin ซัลฟาเมโทซาโซล-trimethoprin และ cephalothin กว่าที่แยกต่างหากจากโรงเพาะที่ (P < 0.05) ดังนั้น เฮ็มตรวจหาเป้าหมายสามารถใช้เพื่อตรวจสอบระดับการปนเปื้อนในตู้ฟัก และยัง สามารถใช้เพื่อประเมินชุกซัล hatcheries สัตว์ปีกและฟาร์มเพาะเลี้ยงคำสำคัญเยื่อเปลือกไข่ฟักตู้โรงเพาะฟัก enterica ซัลส่วนก่อนหน้านี้ส่วนถัดไปแนะนำสายมากกว่า 2500 serovars ได้รับการระบุ ซึ่งส่วนใหญ่เป็นพันธุ์สาย bongori และสาย enterica ตามพยาธิกำเนิด S. enterica สามารถแบ่งกลุ่มอย่างกว้าง ๆ 2 กลุ่ม 1 ประกอบด้วย serovars รวมทั้งซัล enterica serovars Typhimurium และ Enteritidis ซึ่งสามารถทำให้เกิด paratyphoid สัตว์ติดเชื้อเป็นจำนวนมาก กลุ่มนี้สามารถ colonize ทางเดินทางเดินอาหารของอาหารสัตว์ และทำให้เกิดโรคระบบในช่วงกว้างของโฮสต์ รวมทั้งมนุษย์ กลุ่มที่ 2 ประกอบด้วยจำนวน serovars ที่ทำให้เกิดโรครากสาดเหมือนระบบในช่วงจำกัดของโฮสต์ชนิด เล็ก ตัวอย่างเช่นซัล pullorum และซัล gallinarum ซึ่งทำให้เกิดโรค pullorum และไก่รากสาดในสัตว์ปีก ในสัตว์ปีก โรค pullorum ไก่รากสาด และ paratyphoid อาจส่งผลให้อัตราการตายสูงในนกหนุ่ม แต่ผู้ใหญ่ที่ได้รับผลกระทบโดยทั่วไปมีสถานะเรื้อรังหรือผู้ขนส่ง nonlethal ในนกบริษัทขนส่ง สายเสมออยู่ในทางเดินที่ทางเดินอาหารและระบบสืบพันธุ์ แล้วจึงจะส่งให้มนุษย์ปนเปื้อนไข่และเนื้อ มนุษย์บริโภคปนเปื้อนไข่หรือเนื้อสัตว์อาจสัญญา salmonellosis (Gast, 1997)สายสามารถแนะนำเข้าไปในไข่ โดยเส้นทางทั้งแนวตั้ง และแนวนอนส่ง ในสัตว์ปีก ซัลสามารถคงอยู่ม้ามและทางเดินสืบพันธุ์เป็นเวลานาน ระหว่างพ่อแม่เพศนก ซัล colonizes oviduct ของไก่และรังไข่ แล้ว ติดไข่โดยตรง (ค็อกซ์และ al., 2000 Wigley และ al., 2001) Serovars ซัล Typhimurium และซัล Enteritidis สามารถผูกการหลั่ง isthmal และรวมอยู่ในไข่ระหว่างผู้แต่ง สายได้รับการแปลในด้านภายในของ eggshells ซึ่งได้รับการป้องกันจากปัจจัยต้านจุลชีพในไข่ขาว (บัคและ al., 2003) นอกจากนี้ พื้นผิวภายนอกของเปลือกไข่อาจจะปนเปื้อน โดยสายจากอุจจาระ นอกจากนี้ ซัลสามารถได้อย่างมีประสิทธิภาพยังเจาะเข้าไปในภายในของไข่ โดยเฉพาะอย่างยิ่งในการผลิตและ hatcheries (Cason et al., 1993 Bailey และ al., 1994 Schoeni และ al., 1995) ซัลมาโรงเพาะมากลดประสิทธิภาพของการรักษาแยกต่อมาแข่งขันเพื่อป้องกันไม่ให้สาย colonizing ลูกไก่หนุ่ม ควบคุมการปนเปื้อนซัลในตู้ฟักก็เหลือสำหรับการควบคุมระดับการติดเชื้อในไก่เนื้อ (Bailey และ al., 1998) ดังนั้น พัฒนาวิธีมีประสิทธิภาพในการตรวจสอบระดับการปนเปื้อนในตู้ฟักจะเป็นประโยชน์ต่อการควบคุมและเฝ้าระวังระดับ Bailey และ al. (1996) กำหนดผลของการฟักรักษาสุขาภิบาลตู้บนระดับการปนเปื้อนโดยการวิเคราะห์ชิ้นส่วนเปลือกไข่ขีด ในการศึกษานี้ เยื่อหุ้มเปลือกไข่ขีด (เฮ็ม) ได้รวบรวม และ assayed สำหรับระดับการปนเปื้อนเพื่อประเมินการปนเปื้อนในโรงเพาะ สมาคมชุกซัลใน hatcheries กับชุกซัล rearing ฟาร์มยังได้รับการตรวจสอบส่วนก่อนหน้านี้ส่วนถัดไปวัสดุและวิธีการเก็บตัวอย่าง3 ทดสอบ (A สามารถบุทดสอบ ทดสอบ B และ C ทดสอบ) ถูกออกแบบในการศึกษา ทดสอบ a ระดับการปนเปื้อนในการฟักไข่ตู้ถูกประเมินใช้เฮ็มเป็นเป้าหมายของการตรวจสอบ มีดำเนินการทดลอง 5 ในห่าน hatcheries ทดลองแต่ละครั้งที่ดำเนินการโดยใช้ตู้ฟักไข่ 3-6 มี 10 เป็ดสีแดงเปลือกไข่ 1 fluff อย่าง และกวาด 1 ตู้ต่อตู้ เมื่อมีตัวอย่างในแต่ละตู้ทดสอบบวก ตู้นี้ถูกนับเป็นบวก ในการทดสอบ B เฮ็มวิเคราะห์ถูกใช้เพื่อประเมินระดับชุก ในห่าน เป็ด ไก่ hatcheries สีแดงเปลือกไข่ขีดถูกนำมาจากห่าน 2 hatcheries (สามารถบุ GA และ GB), เป็ด 2 hatcheries (DA, DB), และ hatcheries ไก่ 3 (CA, CB, CC) ก็ควรจดบันทึกว่า fumigation ฟอร์มาลดีไฮด์ของไข่ถูกทำ hatcheries ไก่ แต่ไม่ hatcheries อื่น ๆ ในการทดสอบ C หลังจาก Typhimurium สายที่ระบุเป็น serotype สายหลักใน GA ฟาร์มห่านแม่ goslings จาก GA ได้เยี่ยมชมและหยอดทวารร่วม swabs ถูกรวบรวมจากห่าน ~ 4 wk เก่ากับท้องเสีย สมาคมสายปนเปื้อนในโรงเพาะสัตว์ปีกติดเชื้อสายในฟาร์ม rearing เกี่ยวข้องได้ตรวจสอบสื่อแบคทีเรียและ Antiseraสื่อและ antisera ที่ใช้ทั้งหมดซื้อจาก Difco ธ Becton สัน และบริษัท (แฟรงคลินทะเลสาบ NJ) แบคทีเรียแกรมลบซุป (GN, Difco 0486) และซุป Rappaport Vassiliadis (RV ค.ศ. 1858 Difco) ได้ใช้แก่แบคทีเรียแบคทีเรียแกรมลบและสาย อย่างไรก็ตาม swabs หยอดทวารร่วมมีอ่างใน selenite ซุป Cys (SC, Difco 0687) Xylose Lys deoxycholate agar (XLD, Difco 0788), น้ำตาลเหล็ก agar (TSI, Difco 0265), และเหล็ก Lys agar (LIA, Difco 0849) ถูกใช้เพื่อแบ่งแยกระดับแบคทีเรียอื่น ๆ สายแยกได้เป็นประจำปลูกในสมองหัวใจคอนกรีต agar (BHIA, Difco 0418) แผ่น เพิ่มเติม O antiserum (ตรวจหา O: 1, 4, 5, 12, Difco 2948) และ H antiserum (ตรวจหา H:, 1, 2, 7 2824 Difco, 265, 2266, 2477) ถูกใช้เพื่อระบุ serotype ของแต่ละสายแยกแยกของสายตัวอย่างโรงเพาะตัวอย่างจากแหล่งต่าง ๆ ก็ถือว่าแยกต่างหาก รวบรวมเฮ็มถูกแยกออกจากซีกเปลือกไข่กับใส่คีม และตัวอย่าง fluff ถูกแช่อยู่ในน้ำกลั่นเข้มข้น ถัดไป เฮ็มและตัวอย่าง fluff ละใส่ในหลอดที่ประกอบด้วย 5 mL ของ GN ซุป พื้นผิวภายในผนังของตู้ฟักได้ความ โดยดั่ง swabbing พื้นที่ประมาณ 30 cm2 มีลาก swabs ชุ่มชื่นที่เคย autoclaved ภายในขวดซุป GN Swabs ถูกส่งกลับไปขวดหลังจากสุ่มตัวอย่าง ตัวอย่างดังกล่าวได้ incubated ที่ 37° C ใน 24 ชมถ้าแยกเริ่มต้น สายลบ บ่อรองความล่าช้าที่ดำเนินการตามที่อธิบายไว้ โดย Waltman และ Mallinson (1995) ซุปลบถูกเก็บไว้ที่อุณหภูมิห้องสำหรับ 5-7 d หนึ่ง milliliter ของซุปถูกโอนเข้า 9 mL ของ RV ซุป แล้ว incubated ที่ 37° C ใน 24 h. อุดมไปเลือกตัวอย่างจาก GN และซุป RV มีลายบน XLD แผ่น แผ่นเหล่านี้ถูก incubated ที่ 37° C ใน 24 ชม และอาณานิคมระดับทั่วไปได้เลือกแนะนำ โดยผู้ผลิต (Difco) นอกจากนี้ อาณานิคมน้อย 2 จานแต่ละบวกระบุ โดย TSI และ LIAวิทยาเซรุ่มถูกดำเนินการโดยใช้ระดับ O และ H antisera และซัลโตในสด (18-24 h) ซุป BHI แยกทั้งหมดถูก serogrouped โดยทดสอบ agglutination ภาพนิ่งใช้ antiserum O เพื่อแบ่งแยก serogroup B และถูก serotyped โดยทดสอบ agglutination หลอดใช้ H antiserum ระบุ Typhimurium serovarแยกสาย Swabs หยอดทวารร่วมSwabs หยอดทวารร่วมมาจากห่าน 4 wk อายุด้วยโรคท้องร่วงได้โอนย้ายไป 9 mL ของ SC ซุป และ incubated ที่ 37° C ใน 24 ชม วิธีการที่ใช้ในการระบุทั่วไปซัลอาณานิคมได้ตามที่อธิบายไว้ข้างต้นทดสอบจุลินทรีย์ภูมิไวรับการทดสอบจุลินทรีย์ภูมิไวรับที่ดำเนินการ โดยวิธีการแพร่ดิสก์มาตรฐาน (คณะกรรมการแห่งชาติสำหรับมาตรฐานห้องปฏิบัติการทางคลินิก 2000) ตัวแทนต้านจุลชีพที่ใช้มีดังนี้: chloramphenicol (30 μg), ไตรเมโทพริม/ซัลฟาเมโทซาโซล (25 μg), เตตราไซคลีน (30 μg) ดอกซีไซคลีน (30 μg

การแปล กรุณารอสักครู่..

ผลลัพธ์ (ไทย) 2:[สำเนา]

คัดลอก!

นาย. เจ้า * C.-H. เซียน * †, C.-M. Yeh ‡, S.-J. โจว * ซีจือ‡, Y.-C. ซู * และ C.-Y. Yu * 1
+ เกี่ยวโยงผู้เขียน* ภาควิชาสัตวแพทยศาสตร์แห่งชาติเจียอี้มหาวิทยาลัยเจียอี้, ไต้หวัน† Gaushyong สำนักงานสาขาสำนักสัตว์และพืชตรวจสอบและกักกันสภาเกษตรบริหารเงินหยวน, ไทเป, ไต้หวัน‡ภาควิชาจุลชีววิทยาแห่งชาติเจียอี้มหาวิทยาลัยเจียอี้ไต้หวันผู้เขียน↵1รับผิดชอบ: cyoyu@mail.ncyu.edu.tw ที่ได้รับวันที่ 22 สิงหาคม 2006 ได้รับการยอมรับวันที่ 29 มีนาคม 2007 ต่อไปมาตราบทคัดย่อSalmonella enterica ทำให้เกิดจำนวนของโรคสัตว์ปีกอย่างมีนัยสำคัญและยังเป็น การติดเชื้อที่สำคัญในมนุษย์ สัตว์ปีกที่ติดเชื้อโดยส่วนใหญ่กลายเป็นผู้ให้บริการ Salmonella; การติดเชื้อนอกจากนี้ยังอาจเป็นอันตรายถึงชีวิตขึ้นอยู่กับ serovar โดยเฉพาะอย่างยิ่งและอายุของนกที่ติดเชื้อ น้องนกจะอ่อนแอมากขึ้นจากการติดเชื้อ Salmonella ดังนั้นจึงเป็นสิ่งสำคัญที่โรงเพาะฟักตรวจสอบนก เราได้พัฒนาวิธีการที่จะใช้เยื่อเปลือกไข่ฟัก (HEM) เพื่อประเมินการปนเปื้อนจากเชื้อ Salmonella ในตู้ฟักไข่สัตว์ปีกและในการประเมินความชุกของเชื้อ Salmonella ในโรงเพาะฟักและฟาร์มห่านที่เลี้ยงได้ เปรียบเทียบอัตราการแยกเชื้อ Salmonella ในตู้ฟักไข่โดยใช้วิธีการสุ่มตัวอย่างที่ 3 แสดงให้เห็นว่าการปนเปื้อนเชื้อ Salmonella สูงสุดถูกตรวจพบใน HEM และผลลัพธ์เหล่านี้แตกต่างกันอย่างมีนัยสำคัญจากผู้ที่ได้รับจากตัวอย่างปุยและตัวอย่างกวาดตู้ (P <0.05) การวิเคราะห์ HEM ยังถูกนำมาใช้ในการประเมินผลการปนเปื้อนเชื้อ Salmonella ในห่าน, ไก่, เป็ดและโรงเพาะฟัก อัตรา Salmonella บวกต่ำสุดก็พบว่าสำหรับโรงเพาะฟักไก่ตามด้วยห่านและโรงเพาะฟักเป็ด (P <0.05) หก serogroups ของเชื้อ Salmonella ถูกตรวจพบในโรงเพาะฟัก 3: A, B, C1, C2, D, และการกระจายตัวของอี serogroups เหล่านี้แตกต่างกันในหมู่โรงเพาะฟักที่ serogroup เชื้อ Salmonella C1 เป็น serogroup สำคัญที่พบในห่านเมื่อเทียบกับ serogroup B ในไก่และเป็ด อย่างไรก็ตามเชื้อ Salmonella Typhimurium เป็นที่โดดเด่นใน 1 โรงเพาะฟักห่านและยังอยู่ในโรงเพาะฟักห่านจากนี้ที่ได้รับการถ่ายโอนไปยังฟาร์ม การวิเคราะห์ความไวต่อยาปฏิชีวนะพบว่าสายพันธุ์เชื้อ Salmonella Typhimurium ที่แยกได้จากห่านฟาร์มที่มีอาการท้องเสียแสดงความต้านทานที่สูงขึ้นอย่างมีนัยสำคัญ doxycycline, Colistin,-sulfamethoxazole trimethoprin และ cephalothin กว่าที่แยกได้จากโรงเพาะฟัก (P <0.05) ดังนั้น HEM เป็นเป้าหมายการตรวจสอบสามารถนำมาใช้ในการตรวจสอบการปนเปื้อนเชื้อ Salmonella ในตู้ฟักไข่และยังสามารถใช้ในการประเมินความชุกเชื้อ Salmonella ในโรงเพาะฟักสัตว์ปีกและฟาร์มเลี้ยง. คำสำคัญSalmonella enterica ฟักเยื่อเปลือกไข่ฟักไข่ฟักไข่ตู้ส่วนก่อนหน้านี้มาตราถัดไปบทนำมากกว่า2,500 serovars Salmonella ได้รับการระบุซึ่งส่วนใหญ่เป็นสายพันธุ์เชื้อ Salmonella bongori Salmonella enterica และ บนพื้นฐานของการเกิดโรคเอส enterica สามารถแบ่งออกเป็น 2 กลุ่มในวงกว้าง กลุ่มที่ 1 ประกอบด้วยจำนวนมากของ serovars รวมทั้งเชื้อ Salmonella enterica serovars Typhimurium และ Enteritidis ซึ่งอาจทำให้เกิดไข้รากสาดเทียมในสัตว์ที่ติดเชื้อ กลุ่มนี้สามารถตั้งรกรากทางเดินอาหารของสัตว์อาหารและยังสามารถก่อให้เกิดโรคทางเดินอาหารในช่วงกว้างของครอบครัวรวมทั้งมนุษย์ กลุ่มที่ 2 ประกอบด้วยจำนวนเล็ก ๆ ของ serovars ที่ก่อให้เกิดโรคไทฟอยด์เหมือนระบบในช่วงที่ จำกัด ของสายพันธุ์ที่เป็นเจ้าภาพ ตัวอย่าง ได้แก่ Salmonella pullorum และ Salmonella gallinarum ซึ่งก่อให้เกิดโรคไทฟอยด์ pullorum และนกในสัตว์ปีก ในสัตว์ปีกโรค pullorum ไทฟอยด์ไก่และไข้รากสาดเทียมอาจส่งผลให้อัตราการตายสูงในนกเล็ก แต่ได้รับผลกระทบผู้ใหญ่มักจะมีโรคเรื้อรัง nonlethal หรือสถานะของผู้ให้บริการ นกในผู้ให้บริการ Salmonella มักจะมีอยู่ในทางเดินอาหารและระบบสืบพันธุ์และทำให้สามารถส่งไปยังมนุษย์ผ่านไข่และเนื้อสัตว์ที่ปนเปื้อน มนุษย์บริโภคไข่ปนเปื้อนหรือเนื้อสัตว์อาจทำสัญญาเชื้อ Salmonella (Gast, 1997). Salmonella สามารถนำเข้าไปในไข่ทั้งเส้นทางการส่งตั้งและแนวนอน ในสัตว์ปีก, Salmonella สามารถคงอยู่ทั้งในม้ามและระบบสืบพันธุ์เป็นเวลานาน ในช่วงการเจริญเติบโตทางเพศนก, Salmonella อาณานิคมทั้งรังไข่และท่อนำไข่ของแม่ไก่และไข่แล้วติดเชื้อโดยตรง (Cox, et al, 2000;. Wigley et al, 2001). ท่ามกลาง serovars ทั้งเชื้อ Salmonella Typhimurium และ Salmonella Enteritidis สามารถผูกกับ isthmal หลั่งและถูกรวมเข้าไปในไข่ในช่วงการก่อตัว; Salmonella เป็นภาษาท้องถิ่นทางด้านในของเปลือกที่มันได้รับการคุ้มครองจากปัจจัยต้านจุลชีพในไข่ขาว (บั๊ก et al., 2003) นอกจากนี้พื้นผิวด้านนอกของเปลือกไข่อาจจะปนเปื้อนเชื้อ Salmonella จากอุจจาระ นอกจากนี้ยังมีเชื้อ Salmonella อย่างมีประสิทธิภาพสามารถเจาะเข้าไปในการตกแต่งภายในของไข่โดยเฉพาะอย่างยิ่งในตู้อบและโรงเพาะฟัก (Cason et al, 1993;.. เบลีย์, et al, 1994;. Schoeni, et al, 1995) Salmonella ฟักไข่ที่ได้มาอย่างมีนัยสำคัญจะช่วยลดประสิทธิภาพของการรักษายกเว้นการแข่งขันที่ตามมาเพื่อป้องกันไม่ให้เชื้อ Salmonella จากอาณานิคมลูกไก่หนุ่ม การควบคุมการปนเปื้อนเชื้อ Salmonella ของในตู้ฟักไข่เป็นสิ่งสำคัญอย่างยิ่งสำหรับการควบคุมการติดเชื้อ Salmonella ในไก่เนื้อ (เบลีย์ et al., 1998) ดังนั้นการพัฒนาวิธีที่มีประสิทธิภาพในการตรวจสอบการปนเปื้อนเชื้อ Salmonella ในตู้ฟักไข่จะเป็นประโยชน์สำหรับการเฝ้าระวังเชื้อ Salmonella และการควบคุม เบลีย์และอัล (1996) กำหนดผลของการรักษาสุขอนามัยตู้ฟักไข่ปนเปื้อนเชื้อ Salmonella ในโดยการวิเคราะห์เศษเปลือกไข่ฟัก ในการศึกษานี้ฟักเยื่อเปลือกไข่ (HEM) ถูกเก็บรวบรวมและ assayed การปนเปื้อนเชื้อ Salmonella ในการประเมินการปนเปื้อนในโรงเพาะฟัก ความสัมพันธ์ของความชุกเชื้อ Salmonella ในโรงเพาะฟักที่มีความชุกเชื้อ Salmonella ในฟาร์มเลี้ยงที่ถูกตรวจสอบยัง. โดยก่อนหน้ามาตรามาตราถัดไปวัสดุและวิธีการเก็บตัวอย่างในการศึกษา3 การทดสอบ (แสดงการทดสอบการทดสอบ B และการทดสอบ C) ได้รับการออกแบบ ในการทดสอบการปนเปื้อนเชื้อ Salmonella ในตู้ฟักไข่ได้รับการประเมินโดยใช้ HEM เป็นเป้าหมายการตรวจสอบ ห้าทดลองดำเนินการในโรงเพาะฟักห่าน ทดลองใช้แต่ละคนได้ดำเนินการโดยใช้ 3-6 ตู้ฟักไข่กับ 10 ส่วนเปลือกไข่ฟัก 1 ตัวอย่างปุยและเช็ดล้างตู้ละ 1 ตู้ เมื่อตัวอย่างในแต่ละตู้ทดสอบบวกใด ๆ ตู้นี้นับเป็นบวก ในการทดสอบ B, วิเคราะห์ HEM ถูกนำมาใช้ในการประเมินความชุกเชื้อ Salmonella ในห่านเป็ดไก่และโรงเพาะฟัก ครึ่งเปลือกไข่ฟักถูกนำมาจาก 2 โรงเพาะฟักห่าน (แสดง GA และ GB) 2 โรงเพาะฟักเป็ด (DA, DB), 3 และโรงเพาะฟักไก่ (CA, CB, CC) มันควรจะตั้งข้อสังเกตว่าการรมควันไฮด์ของไข่ได้ทำในโรงเพาะฟักไก่ แต่ไม่ได้อยู่ในโรงเพาะฟักอื่น ๆ ในการทดสอบ C หลังจาก Salmonella Typhimurium ถูกระบุว่าเป็นเชื้อ Salmonella serotype ที่โดดเด่นใน GA, ฟาร์มเลี้ยงห่าน goslings จาก GA ได้รับการเข้าเยี่ยมชมและ swabs cloacal ถูกเก็บรวบรวมจากห่าน ~ 4 สัปดาห์เก่าที่มีอาการท้องเสีย ความสัมพันธ์ของการปนเปื้อนเชื้อ Salmonella ในโรงเพาะฟักสัตว์ปีกที่ติดเชื้อ Salmonella ในฟาร์มเลี้ยงที่เกี่ยวข้องถูกตรวจสอบ. โดยสื่อแบคทีเรียและantisera สื่อทั้งหมดและ antisera ใช้คือการซื้อสินค้าจาก Difco และ BBL ของ Becton ดิกคินสันและ บริษัท (แฟรงคลินเลคส์, นิวเจอร์ซีย์) น้ำซุปแกรมลบ (GN, Difco 0486) และน้ำซุป-Rappaport Vassiliadis (RV รถ Difco 1858) ถูกนำมาใช้เพื่อเพิ่มแบคทีเรียแกรมลบและ Salmonella แต่ swabs cloacal เลี้ยงในยิบ Cys (SC, Difco 0687) น้ำซุป ไซโลสลี Deoxycholate วุ้น (XLD, Difco 0788) วุ้นเหล็กน้ำตาล (TSI, Difco 0265) และลิซวุ้นเหล็ก (LIA, Difco 0849) ถูกนำมาใช้เพื่อให้แตกต่างจากเชื้อแบคทีเรีย Salmonella อื่น ๆ สายพันธุ์เชื้อ Salmonella ปลูกเป็นประจำในอาหารเลี้ยงเชื้อแช่หัวใจสมอง (BHIA, Difco 0418) แผ่น นอกจากนี้ antiserum O (โอแอนติเจน: 1, 4, 5, 12, Difco 2948) และ H antiserum (H แอนติเจน: i, 1, 2, 7; Difco 2824, 265, 2266, 2477) ถูกนำมาใช้เพื่อระบุ serotype ของ แต่ละแยกเชื้อ Salmonella. การแยกเชื้อ Salmonella จากโรงเพาะฟักตัวอย่างตัวอย่างจากแหล่งที่มาที่แตกต่างกันได้รับการรักษาที่แยกจากกัน HEM เก็บถูกแยกออกจากส่วนเปลือกไข่ที่มีคีมหมันและตัวอย่างปุยที่ถูกแช่อยู่ในน้ำกลั่นปลอดเชื้อ ถัดไป HEM และตัวอย่างปุยแต่ละคนใส่ในหลอดที่มี 5 มิลลิลิตรของน้ำซุป GN พื้นผิวผนังด้านในของตู้ฟักไข่ได้รับการทดลองอย่างจริงจังโดย swabbing พื้นที่ประมาณ 30 ซม 2 ที่มีการลาก swabs ชื้นที่ได้รับการนึ่งฆ่าเชื้อที่อยู่ในขวดน้ำซุป GN swabs ถูกส่งกลับไปขวดหลังจากการสุ่มตัวอย่าง กลุ่มตัวอย่างดังกล่าวข้างต้นได้รับการบ่มที่อุณหภูมิ 37 องศาเซลเซียสเป็นเวลา 24 ชั่วโมง. ถ้าแยกแรกคือ Salmonella ลบคุณค่ารองล่าช้าได้ดำเนินการตามที่อธิบาย Waltman และ Mallinson (1995) น้ำซุปเชิงลบถูกเก็บไว้ที่อุณหภูมิห้องเป็นเวลา 5 ถึง 7 วัน หนึ่งมิลลิลิตรของน้ำซุปจากนั้นก็ย้ายเป็น 9 มิลลิลิตรของน้ำซุป RV และบ่มที่อุณหภูมิ 37 องศาเซลเซียสเป็นเวลา 24 ชั่วโมง ตัวอย่างอุดมการคัดเลือกจากน้ำ GN RV และถูกลายลงบนแผ่น XLD นำไปบ่มที่อุณหภูมิ 37 องศาเซลเซียสเป็นเวลา 24 ชั่วโมงและอาณานิคม Salmonella ทั่วไปได้รับการแต่งตั้งตามคำแนะนำของผู้ผลิต (Difco) นอกจากนี้อย่างน้อย 2 อาณานิคมของแต่ละจานที่ถูกระบุในแง่บวกโดย TSI และ LIA. เซรุ่มวิทยาได้รับการดำเนินการโดยใช้เชื้อ Salmonella O และ H antisera และ Salmonella ที่ปลูกในสด (18-24 ชั่วโมง) น้ำซุป BHI ทุกสายพันธุ์ได้รับการ serogrouped ทดสอบสไลด์เกาะติดกันที่มีการใช้ antiserum O ที่จะแยกความแตกต่าง serogroup B และถูก serotyped โดยการทดสอบหลอดเกาะติดกันที่มีการใช้ antiserum H เพื่อระบุ serovar Typhimurium ได้. การแยกเชื้อ Salmonella จาก cloacal Swabs swabs cloacal นำมาจาก ห่าน 4 สัปดาห์เก่าที่มีอาการท้องเสียถูกย้ายไป 9 มิลลิลิตรของน้ำซุป SC และบ่มที่อุณหภูมิ 37 องศาเซลเซียสเป็นเวลา 24 ชั่วโมง วิธีการที่ใช้ในการระบุอาณานิคม Salmonella ทั่วไปถูกอธิบายไว้ข้างต้น. ยาต้านจุลชีพไวทดสอบการทดสอบความไวต่อยาต้านจุลชีพได้ดำเนินการโดยวิธีการแพร่กระจายดิสก์มาตรฐาน (คณะกรรมการแห่งชาติรับรองมาตรฐานห้องปฏิบัติการทางคลินิก, 2000) ตัวแทนยาต้านจุลชีพที่ใช้มีดังนี้ chloramphenicol (30 ไมโครกรัม) trimethoprim / sulfamethoxazole (25 ไมโครกรัม) tetracycline (30 ไมโครกรัม) doxycycline (30 ไมโครกรัม

การแปล กรุณารอสักครู่..

ผลลัพธ์ (ไทย) 3:[สำเนา]

คัดลอก!

ม. - R . เจ้าพระยา * C - H . เซียน * ภีษมะ ซี - เอ็มครับ‡ เอส - เจโจว * , C . ชู‡ Y - C * c - Y และซูยู * * * * , ผู้เข้า 1

* ภาควิชาอายุรศาสตร์ ชาติเศษ มหาวิทยาลัย Chiayi , ไต้หวัน
ภีษมะการ gaushyong สาขา สำนักตรวจสอบและกักกันสัตว์และพืช , สภาเกษตร ผู้บริหารหยวน , ไทเป , ไต้หวัน
‡ภาควิชาจุลชีววิทยาประยุกต์แห่งชาติเจียอี้มหาวิทยาลัย Chiayi , ไต้หวัน
↵ 1 ผู้เขียนที่สอดคล้องกัน : cyoyu @ จดหมาย ncyu . edu TWN
ได้รับ 22 สิงหาคม , 2006 .
รับ 29 มีนาคม 2550

ต่อไปเป็นเชื้อสาเหตุ enterica จำนวนสัตว์ปีก โรคที่สำคัญและยังเป็นหลักของเชื้อโรคในมนุษย์ ส่วนใหญ่สัตว์ปีกที่ติดเชื้อโดยเชื้อ Salmonella เป็นผู้ให้บริการ การติดเชื้ออาจจะร้ายแรงขึ้นอยู่กับซีโรวาร์โดยเฉพาะ และอายุของนกที่ติดเชื้อ น้องนกจะเสี่ยงต่อการติดเชื้อโดยเชื้อ Salmonella ดังนั้นมันสำคัญมากที่โรงเพาะฟักดูแลนก เราพัฒนาวิธีการใช้ฟักเยื่อเปลือกไข่ ( มิ้ม ) เพื่อประเมินการปนเปื้อนของ Salmonella ในไก่ฟักตู้และศึกษาความชุกของเชื้อซัลโมเนลลาในห่านฟักไข่และเลี้ยงในฟาร์มการเปรียบเทียบของเชื้อซัลโมเนลลาที่แยกในตู้ฟัก อัตราใช้ 3 วิธี พบว่า การปนเปื้อนเชื้อซัลโมเนลลาจำนวนสูงสุดที่ตรวจพบในชาย และผลที่ได้จากตัวอย่างแตกต่างกันอย่างมีนัยสำคัญทางสถิติ จากขุยและตัวอย่าง swab คณะรัฐมนตรี ( P < 0.05 ) การวิเคราะห์ของมิ้มยังใช้เพื่อประเมินการปนเปื้อนเชื้อ Salmonella ในไก่ เป็ด ห่าน และโรงเพาะฟัก .ที่ถูกที่สุดอัตราการบวกเชื้อพบฟาร์มไก่ ตามด้วยห่านและเป็ด โรงเพาะฟัก ( P < 0.05 ) 6 ไวรัสจุดขาวในกุ้งเชื้อ พบว่า 3 โรงเพาะฟัก : A , B , C1 , C2 , D , และ E . การกระจายของไวรัสจุดขาวในกุ้งเหล่านี้แตกต่างกันในโรงเพาะฟัก . ซัลโมเนลลา ซีโรกรุ๊ป C1 เป็นสาขาซีโรกรุ๊ปพบห่าน เทียบกับซีโรกรุ๊ป B ในไก่และเป็ดอย่างไรก็ตาม , Salmonella Typhimurium คือเด่นใน 1 ห่านฟักไข่และนอกจากนี้ในห่านจากโรงเพาะฟักที่ได้ถูกโอนไปยังฟาร์ม การวิเคราะห์โดยใช้ยาปฏิชีวนะ พบว่าเชื้อที่แยกได้จาก Salmonella Typhimurium ฟาร์มห่าน โรคอุจจาระร่วง พบความต้านทานสูงกว่าการดอกซีไซคลีนน้ำมันดีเซลหมุนเร็วไตรเมทโทรพริมซัลฟาเมโทซาโซล , , ,

การแปล กรุณารอสักครู่..

ภาษาอื่น ๆ

การสนับสนุนเครื่องมือแปลภาษา: กรีก, กันนาดา, กาลิเชียน, คลิงออน, คอร์สิกา, คาซัค, คาตาลัน, คินยารวันดา, คีร์กิซ, คุชราต, จอร์เจีย, จีน, จีนดั้งเดิม, ชวา, ชิเชวา, ซามัว, ซีบัวโน, ซุนดา, ซูลู, ญี่ปุ่น, ดัตช์, ตรวจหาภาษา, ตุรกี, ทมิฬ, ทาจิก, ทาทาร์, นอร์เวย์, บอสเนีย, บัลแกเรีย, บาสก์, ปัญจาป, ฝรั่งเศส, พาชตู, ฟริเชียน, ฟินแลนด์, ฟิลิปปินส์, ภาษาอินโดนีเซี, มองโกเลีย, มัลทีส, มาซีโดเนีย, มาราฐี, มาลากาซี, มาลายาลัม, มาเลย์, ม้ง, ยิดดิช, ยูเครน, รัสเซีย, ละติน, ลักเซมเบิร์ก, ลัตเวีย, ลาว, ลิทัวเนีย, สวาฮิลี, สวีเดน, สิงหล, สินธี, สเปน, สโลวัก, สโลวีเนีย, อังกฤษ, อัมฮาริก, อาร์เซอร์ไบจัน, อาร์เมเนีย, อาหรับ, อิกโบ, อิตาลี, อุยกูร์, อุสเบกิสถาน, อูรดู, ฮังการี, ฮัวซา, ฮาวาย, ฮินดี, ฮีบรู, เกลิกสกอต, เกาหลี, เขมร, เคิร์ด, เช็ก, เซอร์เบียน, เซโซโท, เดนมาร์ก, เตลูกู, เติร์กเมน, เนปาล, เบงกอล, เบลารุส, เปอร์เซีย, เมารี, เมียนมา (พม่า), เยอรมัน, เวลส์, เวียดนาม, เอสเปอแรนโต, เอสโทเนีย, เฮติครีโอล, แอฟริกา, แอลเบเนีย, โคซา, โครเอเชีย, โชนา, โซมาลี, โปรตุเกส, โปแลนด์, โยรูบา, โรมาเนีย, โอเดีย (โอริยา), ไทย, ไอซ์แลนด์, ไอร์แลนด์, การแปลภาษา.