antioxidant capacity in barley grai

antioxidant capacity in barley grain, the contribution of these other
compounds in the genotypes used in this study should be investigated
further in future studies.
Vitamin E has recently been shown to be unstable in the presence
of light, water, oxygen and heat, particularly during extended
periods of exposure (Wang et al., 1993). In the current study, the
changes observed after storage were different among genotypes,
as well as among their isomers, similar to the findings of Park,
Kim, Park, and Lee (2004) and Peterson (1995). For example, the
change in T was lower than that of T3. This can likely be attributed
to the difference in their molecular structures; T3 may be more
susceptible to oxidation because of its unsaturated side chains,
whereas T has saturated side chains (Liu & Moreau, 2008).
Macumba and Commander were more stable than the other tested
genotypes. Stability of tocol isomer composition in barley has also
been observed after storage for 11 months in a conventional silo
(Hakkarainen, Tyopponen, & Bengtsson, 1983), at ambient temperature
for 8 weeks and 90 C for 48 h (Tyopponen &
Hakkarainen, 1985). The c-T content in Macumba declined after
storage, even though the other isomers remained unchanged.
Given that c-T is the precursor to a-T in the vitamin E pathway,
its decline suggests that the stability of a-T was due to increased
conversion of c-T to a-T. All other genotypes showed increases
in all individual isomers after storage.
The changes in vitamin E content after storage differed between
the genotypes, and these differences are likely to be explained by
the different initial content of vitamin E in the respective genotypes
before storage. Furthermore, each genotype appeared to have
a different fatty acid and lipid profile, indicating different ratios
between unsaturated and saturated fatty acids (data not shown).
Indeed, the discrimination between samples before and after storage
observed in the PCA plots derived from the ATR–MIR analysis
(Fig. 5) appears to be due to differences in the frequencies associated
with methyl groups, particularly in lipids. Biochemical reactions
changing the frequencies of methyl groups in lipids and the
tocols possibly associated with them may therefore occur during
storage. This may lead to differences in the extractability of lipids
(Pomeranz & Chang, 1977) and therefore vitamin E. In stored grain,
reactions such as esterification may also prevent loss of vitamin E
due to reduction of vitamin E oxidation (Church & Pond, 1977).
Our findings are in good agreement with Liu and Moreau (2008)
who found that tocopherol contents increased in barley stored at
35 C as intact whole grains for 3 weeks or 25 C for 6 months.
Wang et al. (1993) reported increasing d-T3, while all T isomers
remained stable in barley after storage at 27 C. In contrast, some
studies observed a decrease in tocol isomers during storage.
Tyopponen and Hakkarainen (1985) found that the tocol content
of barley flour which was stored and exposed to light at 25 C,
decreased by 5% every week over an 8 week period. At the same
temperature, however, the degradation was less in intact barley,
with only 1% loss of tocols each month during 11 months of storage
(Hakkarainen et al., 1983). This discrepancy may be explained by
differences in temperature, light and moisture during storage.
Heat may be an important factor in grain preservation (Metz,
2006), and 10 C is considered to be an ideal storage temperature
(Viljoen, 2001). According to Ball (2006), T and T3 may be
destroyed fairly rapidly by sunlight and artificial UV light. The
higher the moisture content, the shorter the shelf life of barley
grains, for example, barley grains with 11.5–12.5% moisture content
stored for 3 months but barley grains with 10.5–11.5% stored
for 6 months (Metz, 2006). Furthermore, compared with barley
flour, tocols in intact barley grain degraded at a slower rate
(Hakkarainen et al., 1983). Storage time may also influence tocols.
Interestingly, the content of a-T and a-T3 increased during the first
2–3 months of storage but declined after 11 months storage in
silos, from 92 to 20 lg/g DW (at 28% moisture content) or 80–
15 lg/g DW (at 23% moisture content) (Hakkarainen et al., 1983).
Our study showed that most of the barley genotypes, with the
exception of coloured genotypes, lost their antioxidant capacity
after storage. This loss of antioxidant capacity after storage has also

ผลลัพธ์ (ไทย) 1:

กำลังการผลิตสารต้านอนุมูลอิสระในข้าวบาร์เลย์ ส่วนเหล่าอื่น ๆสารศึกษาจีโนไทป์ที่ใช้ในการศึกษานี้ควรถูกตรวจสอบไปศึกษาในอนาคตแสดงวิตามินอีจะไม่เสถียรในสถานะล่าสุดไฟ น้ำ ออกซิเจน และความร้อน โดยเฉพาะอย่างยิ่งในระหว่างขยายรอบระยะเวลาของการสัมผัส (Wang et al., 1993) ในปัจจุบันการศึกษา การเปลี่ยนแปลงที่สังเกตหลังจากที่จัดเก็บก็แตกต่างกันระหว่างการศึกษาจีโนไทป์ดีที่เป็นหมู่นัก isomers คล้ายกับผลการวิจัยของอุทยานคิม พาร์ค และลี (2004) และ Peterson (1995) ตัวอย่าง การเปลี่ยน T ต่ำกว่าของ T3 นี้สามารถอาจเกิดจากเพื่อความแตกต่างในโครงสร้างของโมเลกุล T3 อาจจะมากขึ้นไวต่อการเกิดออกซิเดชันเนื่องจากโซ่ของด้านในระดับที่สมในขณะที่ไม่มีโซ่ข้างอิ่มตัว (หลิวและ Moreau, 2008)Macumba และผู้บัญชาการมีเสถียรภาพมากขึ้นกว่าอื่น ๆ ทดสอบศึกษาจีโนไทป์ มีความมั่นคงขององค์ประกอบหลัง tocol ในข้าวบาร์เลย์การสังเกตหลังจากเก็บเดือน 11 ในไซโลธรรมดา(Hakkarainen, Tyopponen, & Bengtsson, 1983), ที่อุณหภูมิสัปดาห์ที่ 8 และ 90 C สำหรับ 48 h (Tyopponen &Hakkarainen, 1985) เนื้อหา c-T ใน Macumba ปฏิเสธหลังจากเก็บ แม้ isomers อื่น ๆ ยังคงไม่เปลี่ยนแปลงที่ c-T เป็นสารตั้งต้นไปเป็น T ในทางเดินของวิตามินอีปฏิเสธแนะนำว่า เสถียรภาพของ a T เนื่องเพิ่มขึ้นแปลง c-T ที่ต. ศึกษาจีโนไทป์ทั้งหมดแสดงให้เห็นว่าเพิ่มขึ้นin all individual isomers after storage.The changes in vitamin E content after storage differed betweenthe genotypes, and these differences are likely to be explained bythe different initial content of vitamin E in the respective genotypesbefore storage. Furthermore, each genotype appeared to havea different fatty acid and lipid profile, indicating different ratiosbetween unsaturated and saturated fatty acids (data not shown).Indeed, the discrimination between samples before and after storageobserved in the PCA plots derived from the ATR–MIR analysis(Fig. 5) appears to be due to differences in the frequencies associatedwith methyl groups, particularly in lipids. Biochemical reactionschanging the frequencies of methyl groups in lipids and thetocols possibly associated with them may therefore occur duringstorage. This may lead to differences in the extractability of lipids(Pomeranz & Chang, 1977) and therefore vitamin E. In stored grain,reactions such as esterification may also prevent loss of vitamin Edue to reduction of vitamin E oxidation (Church & Pond, 1977).Our findings are in good agreement with Liu and Moreau (2008)who found that tocopherol contents increased in barley stored at35 C as intact whole grains for 3 weeks or 25 C for 6 months.Wang et al. (1993) reported increasing d-T3, while all T isomersremained stable in barley after storage at 27 C. In contrast, somestudies observed a decrease in tocol isomers during storage.Tyopponen and Hakkarainen (1985) found that the tocol contentof barley flour which was stored and exposed to light at 25 C,decreased by 5% every week over an 8 week period. At the sametemperature, however, the degradation was less in intact barley,with only 1% loss of tocols each month during 11 months of storage(Hakkarainen et al., 1983). This discrepancy may be explained bydifferences in temperature, light and moisture during storage.Heat may be an important factor in grain preservation (Metz,2006), and 10 C is considered to be an ideal storage temperature(Viljoen, 2001). According to Ball (2006), T and T3 may bedestroyed fairly rapidly by sunlight and artificial UV light. Thehigher the moisture content, the shorter the shelf life of barleygrains, for example, barley grains with 11.5–12.5% moisture contentstored for 3 months but barley grains with 10.5–11.5% storedfor 6 months (Metz, 2006). Furthermore, compared with barleyflour, tocols in intact barley grain degraded at a slower rate(Hakkarainen et al., 1983). Storage time may also influence tocols.Interestingly, the content of a-T and a-T3 increased during the first2–3 months of storage but declined after 11 months storage insilos, from 92 to 20 lg/g DW (at 28% moisture content) or 80–15 lg/g DW (at 23% moisture content) (Hakkarainen et al., 1983).Our study showed that most of the barley genotypes, with theexception of coloured genotypes, lost their antioxidant capacityafter storage. This loss of antioxidant capacity after storage has also

ผลลัพธ์ (ไทย) 2:

สารต้านอนุมูลอิสระในเมล็ดข้าวบาร์เลย์มีส่วนร่วมของคนอื่น ๆ
เหล่านี้สารประกอบในยีนที่ใช้ในการศึกษาครั้งนี้ควรได้รับการตรวจสอบต่อไปในการศึกษาในอนาคต. วิตามินอีที่ได้รับเมื่อเร็ว ๆ นี้แสดงให้เห็นว่าไม่แน่นอนในการปรากฏตัวของแสงน้ำออกซิเจนและความร้อนโดยเฉพาะอย่างยิ่งในช่วงการขยายระยะเวลาของการสัมผัส (Wang et al., 1993) ในการศึกษาปัจจุบันการเปลี่ยนแปลงที่สังเกตได้หลังการเก็บรักษาที่แตกต่างกันในหมู่ยีน, เช่นเดียวกับในหมู่ไอโซเมอของพวกเขาเช่นเดียวกับผลการวิจัยของพาร์คคิมพาร์คและลี (2004) และปีเตอร์สัน (1995) ยกตัวอย่างเช่นการเปลี่ยนแปลงใน T ต่ำกว่า T3 นี้จะสามารถนำมาประกอบความแตกต่างในโครงสร้างโมเลกุลของพวกเขา; T3 อาจจะมีความเสี่ยงที่จะเกิดออกซิเดชันเพราะโซ่ด้านอิ่มตัวของตนในขณะที่T ได้อิ่มตัวโซ่ด้านข้าง (หลิวและ Moreau, 2008). Macumba และผู้บัญชาการทหารมีเสถียรภาพมากขึ้นกว่าที่ผ่านการทดสอบอื่น ๆยีน เสถียรภาพของโปรโตคอล isomer องค์ประกอบในข้าวบาร์เลย์ยังได้รับการปฏิบัติหลังการเก็บรักษาเป็นเวลา11 เดือนในไซโลธรรมดา(Hakkarainen, Tyopponen และ Bengtsson, 1983) ที่อุณหภูมิห้องเป็นเวลา8 สัปดาห์และ 90 องศาเซลเซียสเป็นเวลา 48 ชั่วโมง (Tyopponen และHakkarainen 1985 ) เนื้อหาถ่ายภาพ ct Macumba ลดลงหลังจากที่การจัดเก็บแม้ว่าสารอินทรีย์อื่นๆ ยังคงไม่เปลี่ยนแปลง. ระบุว่าการ CT สารตั้งต้นในการที่ทางเดินในวิตามินอีที่ลดลงแสดงให้เห็นว่าเสถียรภาพของที่เป็นผลจากการเพิ่มขึ้นของการแปลงของสัญญาณCT อย่าง ทุกสายพันธุ์อื่น ๆ ที่แสดงให้เห็นการเพิ่มขึ้นในแต่ละไอโซเมอทั้งหมดหลังจากการเก็บรักษา. การเปลี่ยนแปลงในเนื้อหาของวิตามินอีหลังการเก็บรักษาแตกต่างกันระหว่างยีนและแตกต่างเหล่านี้มีแนวโน้มที่จะอธิบายได้ด้วยเนื้อหาเริ่มต้นที่แตกต่างกันของวิตามินอีในยีนที่เกี่ยวข้องก่อนที่จะจัดเก็บ นอกจากนี้จีโนไทป์แต่ละดูเหมือนจะมีกรดไขมันที่แตกต่างกันและระดับไขมันในเลือดการแสดงอัตราส่วนที่แตกต่างกันระหว่างไม่อิ่มตัวและกรดไขมันอิ่มตัว(ไม่ได้แสดงข้อมูล). อันที่จริงการเลือกปฏิบัติระหว่างตัวอย่างก่อนและหลังการจัดเก็บข้อมูลพบว่าในแปลง PCA มาจาก ATR- การวิเคราะห์ MIR (รูปที่. 5) ที่ดูเหมือนจะเป็นเพราะความแตกต่างในความถี่ที่เกี่ยวข้องกับกลุ่มเมธิลโดยเฉพาะอย่างยิ่งในไขมัน ปฏิกิริยาทางชีวเคมีเปลี่ยนความถี่ในกลุ่มเมธิลในไขมันและโตคออาจจะเกี่ยวข้องกับพวกเขาจึงอาจเกิดขึ้นระหว่างการเก็บรักษา ซึ่งอาจนำไปสู่ความแตกต่างในสกัดของไขมัน(Pomeranz และช้าง, 1977) และดังนั้นจึงวิตามินอีในเมล็ดข้าวที่เก็บไว้ปฏิกิริยาเช่นesterification อาจป้องกันการสูญเสียของวิตามินอีเนื่องจากการลดลงของการเกิดออกซิเดชันวิตามินอี(คริสตจักรและบ่อ 1977 ). ค้นพบของเราอยู่ในข้อตกลงที่ดีกับหลิวและ Moreau (2008) ที่พบว่าโทโคฟีรอเนื้อหาที่เพิ่มขึ้นในข้าวบาร์เลย์เก็บไว้ที่35 องศาเซลเซียสเป็นธัญพืชเหมือนเดิมเป็นเวลา 3 สัปดาห์หรือ 25 องศาเซลเซียสเป็นเวลา 6 เดือน. วัง et al, (1993) รายงานการเพิ่ม d-T3 ในขณะที่ทุกไอโซเมอทียังคงมีเสถียรภาพในข้าวบาร์เลย์หลังจากการเก็บรักษาที่27 องศาเซลเซียส ในทางตรงกันข้ามบางการศึกษาสังเกตการลดลงของสารอินทรีย์โปรโตคอลในระหว่างการเก็บรักษา. Tyopponen และ Hakkarainen (1985) พบว่าเนื้อหาโปรโตคอลแป้งข้าวบาร์เลย์ซึ่งได้รับการจัดเก็บและสัมผัสกับแสงที่25 องศาเซลเซียส, ลดลง 5% ทุกสัปดาห์ในช่วง 8 สัปดาห์ ระยะเวลา ในเวลาเดียวกันอุณหภูมิอย่างไรก็ตามการย่อยสลายได้น้อยในข้าวบาร์เลย์เหมือนเดิมมีเพียง1% การสูญเสียของโตคอลในแต่ละเดือนในช่วง 11 เดือนของการจัดเก็บ(Hakkarainen et al., 1983) ความแตกต่างนี้อาจจะอธิบายได้ด้วยความแตกต่างของอุณหภูมิแสงและความชื้นระหว่างการเก็บรักษา. ความร้อนอาจจะเป็นปัจจัยสำคัญในการเก็บรักษาข้าว (ทซ์2006) และ 10 องศาเซลเซียสถือว่าเป็นอุณหภูมิที่เหมาะสำหรับการจัดเก็บข้อมูล(Viljoen, 2001) ตามที่บอล (2006), เสื้อและ T3 อาจจะถูกทำลายอย่างรวดเร็วเป็นธรรมจากแสงแดดและแสงยูวีเทียม สูงกว่าปริมาณความชื้นที่สั้นอายุการเก็บรักษาของข้าวบาร์เลย์ธัญพืชเช่นเมล็ดข้าวบาร์เลย์ที่มีความชื้น 11.5-12.5% ​​เก็บไว้เป็นเวลา 3 เดือน แต่เมล็ดข้าวบาร์เลย์กับ 10.5-11.5% เก็บไว้เป็นเวลา6 เดือน (ทซ์ 2006) นอกจากนี้เมื่อเทียบกับข้าวบาร์เลย์แป้งโตคอลในเมล็ดข้าวบาร์เลย์เหมือนเดิมสลายตัวในอัตราที่ช้า(Hakkarainen et al., 1983) เวลาการเก็บรักษานอกจากนี้ยังอาจมีผลต่อโตคอ. ที่น่าสนใจของเนื้อหาที่และ-T3 เพิ่มขึ้นในช่วงแรก2-3 เดือนของการจัดเก็บ แต่ปฏิเสธหลังการเก็บรักษา 11 เดือนในไซโล92-20 LG / g ใบสำคัญแสดงสิทธิอนุพันธ์ (ณ วันที่ 28% ความชื้น ) หรือ 80 15 LG / g ใบสำคัญแสดงสิทธิอนุพันธ์ (ณ วันที่ 23% ความชื้น) (Hakkarainen et al., 1983). การศึกษาของเราแสดงให้เห็นว่าส่วนใหญ่ของสายพันธุ์ข้าวบาร์เลย์ที่มีข้อยกเว้นของยีนสีสูญเสียความสามารถต้านอนุมูลอิสระของพวกเขาหลังจากที่จัดเก็บ การสูญเสียนี้ของสารต้านอนุมูลอิสระหลังการเก็บรักษายัง

ผลลัพธ์ (ไทย) 3:

ความจุของสารต้านอนุมูลอิสระในเมล็ดข้าวบาร์เลย์ , มีส่วนร่วมของสารประกอบอื่น
เหล่านี้ในทำนองเดียวกันที่ใช้ในการศึกษาครั้งนี้ ควรศึกษาเพิ่มเติมในการศึกษาในอนาคต
.
วิตามินอี เพิ่งได้รับการแสดงเพื่อจะไม่มั่นคงในตน
แสง น้ำ ออกซิเจน และความร้อน โดยเฉพาะอย่างยิ่งในช่วงระยะเวลาของการขยาย
( Wang et al . , 1993 ) ในการศึกษาปัจจุบัน
การเปลี่ยนแปลงที่สังเกตหลังจากกระเป๋าแตกต่างกันระหว่างพันธุ์
รวมทั้งระหว่าง , ไอโซเมอร์ของพวกเขาคล้ายกับผลของอุทยาน
คิม ปาร์ค ลี ( 2004 ) และ ปีเตอร์สัน ( 1995 ) ตัวอย่างเช่น
เปลี่ยนทีต่ำกว่าของ T3 . นี้สามารถอาจจะเกิดจากโมเลกุลของ
กับความแตกต่างในโครงสร้าง ; T3 อาจจะยิ่งเสี่ยงต่อการเกิดออกซิเดชันของ

ไม่ด้านโซ่ในขณะที่ไม่ได้อิ่มตัวโซ่ข้าง ( หลิว&โมโร , 2551 ) .
macumba และผู้บัญชาการมีเสถียรภาพมากขึ้นกว่าอื่น ๆทดสอบ
พันธุ์ . เสถียรภาพของโทคอลเซ็นเตอร์ของข้าวบาร์เลย์ยัง
ถูกสังเกตหลังจากกระเป๋า 11 เดือนใน
ไซโลธรรมดา ( hakkarainen tyopponen & , , bengtsson , 1983 ) ที่อุณหภูมิห้องเป็นเวลา 8 สัปดาห์
90  C 48 ชั่วโมง ( tyopponen &
hakkarainen , 1985 )การ c-t เนื้อหาใน macumba ลดลงหลังจาก
กระเป๋า ถึงแม้ว่าสารอินทรีย์อื่น ๆยังคงไม่เปลี่ยนแปลง c-t
ระบุว่าเป็นสารตั้งต้นเพื่อ a-t ในวิตามินอีทางเดิน
ปฏิเสธแสดงให้เห็นว่าเสถียรภาพของ a-t เนื่องจากการเพิ่มขึ้นของการ a-t. c-t
แปลงพันธุ์อื่น มีปริมาณสารอินทรีย์ทั้งหมดในแต่ละ
หลังการเก็บรักษา .
การเปลี่ยนแปลงในวิตามินอีเนื้อหาหลังกระเป๋าแตกต่างกันระหว่าง
เปรียบเทียบและความแตกต่างเหล่านี้มีแนวโน้มที่จะได้รับการอธิบายโดย
เนื้อหาเริ่มต้นที่แตกต่างกันของวิตามิน E ใน
พันธุ์เกี่ยวข้องก่อนการเก็บรักษา นอกจากนี้ แต่ละตัวมีพันธุกรรมแตกต่างกัน กรดไขมันและไขมัน

โปรไฟล์แสดงอัตราส่วนความแตกต่างระหว่างกรดไขมันอิ่มตัว และกรดไขมันไม่อิ่มตัว ( ข้อมูลไม่แสดง ) .
แน่นอน , การเลือกปฏิบัติระหว่างตัวอย่างก่อนและหลังกระเป๋า
สังเกตใน PCA แปลงมาจาก ATR –โครงการการวิเคราะห์
( รูปที่ 5 ) ดูเหมือนจะเกิดจากความแตกต่างในความถี่ที่เกี่ยวข้อง
กลุ่มเมทิล , โดยเฉพาะอย่างยิ่งในไขมัน . ปฏิกิริยาชีวเคมี
เปลี่ยนความถี่ของเมทิลในกลุ่มไขมันและ
โทคอลอาจเกี่ยวข้องกับพวกเขา ดังนั้นจึงอาจเกิดขึ้นในระหว่าง
กระเป๋า .นี้อาจนำไปสู่ความแตกต่างในการตัดตอนของลิปิด
( พอเมอแรนส์&ช้าง 1977 ) และดังนั้น วิตามินอี การเก็บรักษาเมล็ด
ปฏิกิริยาเอสเทอริฟิเคชัน เช่น อาจป้องกันการสูญเสียวิตามิน E
เนื่องจากการลดลงของวิตามินอีออกซิเดชัน ( บ่อ&โบสถ์ 1977 ) .
ค้นพบของเราอยู่ในข้อตกลงกับ หลิว และ มอโร ( 2551 ) พบว่า ปริมาณโทโคเฟอรอล
ที่เพิ่มขึ้นในอุณหภูมิ
ข้าวบาร์เลย์35  C เป็นเหมือนเดิมธัญพืชทั้งหมด 3 สัปดาห์ หรือ 25  นาน 6 เดือน .
Wang et al . ( 1993 ) รายงานการเพิ่ม d-t3 ในขณะที่ทั้งหมด t คือ
ยังคงมีเสถียรภาพในข้าวบาร์เลย์เมื่อเก็บที่ 27  C . ในทางตรงกันข้าม , บางการศึกษาพบว่าลดลงในโทคอล

tyopponen คือในระหว่างการเก็บรักษา และการ hakkarainen ( 1985 ) พบว่าเนื้อหาของข้าวบาร์เลย์แป้ง
โทคอลที่จัดเก็บและการเปิดรับแสงที่ 25  c
,