ISH uses oligonucleotide probes to

ISH uses oligonucleotide probes to detect complementary
nucleic acids sequences. This method exploits
the ability of nucleic acids to anneal to one another in a
very specific complementary way to form hybrids. The
probes are specific because they are built from, and are
complementary to, selected nucleic acids sequences
which are unique to a given microorganism, species or
group. The probes can target either DNA or RNA
molecules. Use of rRNA sequences (5S, 16S and 23S)
to study phylogenetic relationships on the basis of their
divergence and to develop determinative hybridization
probes is now well established (Amann et al., 1995).
The sequencing of more than 2500 of the bacterial
species 16S rRNA currently confers on these genes a
very high informative value at a phylogenetic level.
Sequence comparisons make it possible to define
targeted regions which are perfectly conserved within
different taxonomic levels and consequently specific
to these levels, from domains to subspecies. Also of
interest in targeting rRNA molecules is the high level
of rRNA molecules copies, which is in turn linked to
the large number of ribosomes per cell. The number of
ribosomes varies, generally between 103 and 105 per
bacteria, according to the species and to the physiological
state of the cells, and is directly correlated with
the cellular growth rate (Amann et al., 1995). Probes specific to rRNA (mainly 16S and 23S rRNA sequences)
have become the standard tools for organism
identification (Olsen et al., 1986).
Several oligonucleotide probes are commercially
available and the choice of whether to use them or
design new, specific ones depends largely on the
application. To find the continuous target sequence
unique to a specific microorganism, researchers rely
on computer-aided sequence comparison available in
the Ribosomal Database Project (RDP) (Maidak et al.,
1996), in GenBank for DNA (Benson et al., 1999), or
in the ARB software package (Max Planck Institute,
Bremen, Germany). For better specificity, the target
sequence should be short (15 to 30 bases) and have at
least two to three different nucleotides with homologous
sequences of closely related organisms (DeLong,
1993). Early work on in situ hybridization relied on
radioactive probes to reveal and detect the probetarget
hybrid (Olsen et al., 1986). Current work on
rRNA in situ hybridization uses fluorescent-labeled
nucleotide probes almost exclusively to detect hybridization
(FISH). The popularity of the FISH technique
is due to its advantages over radioactive labeling,
which include sensitivity, speed of visualization of
single cells (by means of microscopy or cytometrical
devices), stability of the hybridization products,
safety, diminished detection time, multiple labels
(multiple colors) and ease of use (Richardson et al.,
1991; DeLong, 1993; Swinger and Tucker, 1996).
Fluorescein and rhodamine dyes are the most frequently
used fluorochromes (DeLong et al., 1989;
Amann et al., 1990; Manz et al., 1992; 1993; Wagner
et al., 1994), but the CY3 dye, brighter and leading to
lower non-specific fluorescence than the other fluorochromes,
has recently been attracting more attention
(Wessendorf and Brelje, 1992; Glockner et al., 1996;
Zarda et al., 1997; Kalmbach et al., 1997a; Ouverney
and Fuhrman, 1999). In practice, FISH procedure
steps are: cell fixation, hybridization (specificity and
stringency depend on hybridization temperature and
time, salt concentration, probe concentration and
length), post-hybridization washing (to remove
unbound or non-specifically bound material) and
detection. Hybridized cells are usually detected by
epifluorescence microscopy and a counterstain such
as DAPI (40,60-diamidino-2-phenylindole) or orange
acridine is used to determine the total number of cells.
Depending on the concentration of targeted cells in
the sample and to increase resolution, FISH detection
can be performed by means of flow or solid-phase
cytometry. Flow cytometry enables quantification of
the fluorescence intensities for each target-probe
hybrid (Fuchs et al., 1998).
For TC, the development of a specific 16S rRNA
probe for this group is not possible, since the coliform
group as defined by the water industry is a group
containing bacteria from genera that are phylogenetically
different. As a result, probes (Table 3) were
developed for the Enterobacteriaceae family rather
than for TC. The first, ENTERO (Mittelman et al.,
1997) was developed for clinical detection of urinary
tract infections. The second, ENT1 (Loge et al., 1999)
was developed for application on wastewater samples.
These two probes are different in their composition
and in the hybridization conditions. The ENTERO
probe is longer-25 bases with a C +G content of 48%
compared to 17 bases and a 70% C +G for the ENT1
probe. Research within the RDP (Maidak et al., 1996)
showed higher specificity for the ENT1 probe for
Enterobacteriaceae species than the ENTERO probe
(Rompre´ and Baudart, NSERC Industrial Chair on
Drinking Water, Ecole Polytechnique Montreal, personal
communication).
Sequences of rRNA target probes for the detection
of E. coli have also been published. The EC1531
probe (Poulsen et al., 1994), complementary to a 23S
rRNA sequence, is composed of 20 nucleotides with a
C +G content of 55%. Shi et al. (1999) used this
probe for the detection of E. coli after modifying the
hybridization conditions, but no results were mentioned.
The probe had only been used as a control in
an experiment using a microcosm extract spiked with
E. coli DNA. More recently, Regnault et al. (2000)
developed the Colinsitu probe for the detection of E.
coli and E. fergusonii in urine, water (rivers and
sewage) and food samples. The Colinsitu probe complements
a 16S rRNA sequence and is composed of
24 nucleotides (C +G content of 46%). This probe
showed a good specificity for the visualization of E.
coli from the various media tested and has newly been
used with success for the detection of E. coli in
drinking water samples (Delabre et al., 2001).
The FISH technique appears to be a highly specific
detection method at a cellular level; however, it may
have some limitations when applied to the detection of
nutrient starved bacterial cells disseminated in drink-ing waters. These limitations are linked to a low
bacterial ribosome content and thus to the small
number of 16S rRNA targets of these cells, which
induces weak fluorescent hybridization signals
(Amann et al., 1995; Lebaron et al., 1997). This is
probably why FISH is rarely described in the drinking
water literature at this time. As a consequence, fluorescence
amplification systems, such as multiple
probing (instead of monolabeled probing in the conventional
FISH technique), interactive properties of
the biotine–avidine complex and/or horseradish peroxydase
conjugated with fluorochrome–tyramidesubstratum,
could represent a way to increase the
intensity of the fluorescent signal given off by starved
hybridized cells (Lebaron et al., 1997; Scho¨nhuber et
al., 1997). Recently, Prescott and Fricker (1999)
reported the use of a peptide nucleic acid (PNA)
probe for in situ hybridization and detection of E.
coli in tap water. The hybridization results were
similar to those yielded by the plate count method.
A PNA is a synthetic nucleic acid in which the sugar
backbone is replaced with a peptide backbone. The
advantages to using PNA instead of DNA probes
include better resistance to nuclease attack, hybridization
independent of salt concentration, more specific
binding and shorter probes sequences, to achieve
greater sensitivity. Since the PNA probe binds more
strongly to the target site, hybridization reaction can
be completed in a shorter time (30 min). To our
knowledge, except for the E. coli PNA probe (Prescott
and Fricker, 1999), none of these probes has been
used for coliforms or pathogenic bacteria monitoring
in drinking water. Before they are accepted as a
sensitive coliform enumeration method, they must
first be subjected to a validation stage so that the
probe most suitable for the samples analyzed can be
chosen and to optimize the hybridization conditions if
necessary.
Cell viability is a major question arising in the
utilization of FISH for monitoring contamination of specificity of the oligonucleotidic probe and on the
stringency of hybridization conditions used. Identification
of the target sequence remains tedious, however,
and FISH cannot be applied to the detection of nonphylogenetically
identified micro-organisms, such as
coliforms. In this case, work can be done on Enterobacteriaceae,
the nearest phylogenetically identified
group that can be considered as a potential indicator of
fecal contamination.
drinking water. It is established that the rRNA content
of the bacterial cells is correlated directly with the
growth rate (Amann et al., 1995). However, the rRNA
content of a bacteria may not completely reflect its
physiological status. It appears that a small number of
rRNA molecules can remain for a relatively long
period after the loss of culturability. S. aureus and E.
coli rRNA were still detected 48 h after moderate heat
activation or UV irradiation (McKillip et al., 1998).
Sheridan et al. (1998) still found E. coli 16S rRNA 16
h after thermal inactivation at 100, 80 and 60 C.
Finally, Prescott and Fricker (1999) exposed an E. coli
strain to 1.5 mg/l of chlorine for up to 30 min. Using
the PNA probe and the tyramide fluorescent amplification
system (TSA kit; Perkin Elmer Life Science,
Ontario, Canada), they still detected bacteria immediately
after chlorination, while no cells were detected by
the plate counts or Colilert methods. Two weeks after
chlorination, 10% of the cells were still being detected
by the PNA probe-TSA kit. This can be viewed as an
advantage to the method in that non-culturable coliforms
can be detected, or as a disadvantage in that dead
cells might be enumerated. Further investigations on
the physiological state of the bacteria enumerated by

ผลลัพธ์ (ไทย) 1:

อิชโบใช้คลิปปากตะเข้ oligonucleotide ในการตรวจเพิ่มเติมลำดับกรดนิวคลีอิก นำวิธีการนี้ความสามารถของกรดนิวคลีอิกหลอมแบบอื่นในการวิธีเสริมเฉพาะเจาะจงมากกับฟอร์มลูกผสม ที่คลิปปากตะเข้มีเฉพาะเนื่องจากที่พวกเขาสร้างขึ้นจาก และมีกรดนิวคลีอิกประกอบให้ เลือกลำดับซึ่งเป็นลักษณะเฉพาะของจุลินทรีย์ให้ พันธุ์ หรือกลุ่ม คลิปปากตะเข้สามารถระบุดีเอ็นเอหรืออาร์เอ็นเอโมเลกุล ใช้ลำดับ rRNA (5S, 16S และ 23S)ศึกษา phylogenetic ความสัมพันธ์บนพื้นฐานของความdivergence และพัฒนา determinative hybridizationคลิปปากตะเข้ขณะนี้ดีขึ้น (Amann และ al., 1995)ลำดับของมากกว่า 2500 ของแบคทีเรียพันธุ์ 16S rRNA ในขณะนี้ confers ในยีนเหล่านี้เป็นค่าข้อมูลสูงมากระดับ phylogeneticเปรียบเทียบลำดับทำให้สามารถกำหนดพื้นที่เป้าหมายที่มีอยู่อย่างสมบูรณ์แบบภายในอนุกรมวิธานระดับแตกต่างกัน และดังนั้นเฉพาะการระดับเหล่านี้ จากโดเมนชนิดย่อย นอกจากนี้ยังของสนใจในการกำหนดเป้าหมายโมเลกุล rRNA เป็นระดับสูงสำเนาโมเลกุล rRNA ซึ่งจะเชื่อมโยงกับจำนวนมากของ ribosomes ต่อเซลล์ จำนวนribosomes แตกต่างกันไป โดยทั่วไประหว่าง 103 และ 105 ต่อแบคทีเรีย ตามสายพันธุ์ และที่สรีรวิทยาสถานะของเซลล์ และเป็นตรง correlated กับอัตราการเติบโตของเซลล์ (Amann และ al., 1995) คลิปปากตะเข้เฉพาะ rRNA (ส่วนใหญ่ 16S และ 23S rRNA ลำดับ)ได้กลายเป็นเครื่องมือมาตรฐานสำหรับสิ่งมีชีวิตรหัส (โอลเซ็น et al., 1986)คลิปปากตะเข้ oligonucleotide หลายได้ในเชิงพาณิชย์ว่าง และเลือกว่าจะใช้ หรือออกแบบใหม่ เฉพาะขึ้นอยู่ส่วนใหญ่ในการแอพลิเคชัน หาลำดับเป้าหมายอย่างต่อเนื่องนักวิจัยใช้เฉพาะจุลินทรีย์ที่เฉพาะเจาะจงในการเปรียบเทียบลำดับการใช้คอมพิวเตอร์ช่วยในโครงการฐานข้อมูล Ribosomal (RDP) (Maidak et al.,1996), ใน GenBank ในดีเอ็นเอ (Benson et al., 1999), หรือในแพคเกจซอฟต์แวร์ ARB (สถาบันของพลังค์ Maxเบรเมน เยอรมนี) สำหรับ specificity ดี เป้าหมายลำดับควรสั้น (15 ถึง 30 ฐาน) และมีอย่างน้อยสองถึงสามอื่นนิวคลีโอไทด์ ด้วย homologousลำดับของสิ่งมีชีวิตที่เกี่ยวข้องอย่างใกล้ชิด (DeLong1993) ทำงานช่วงบนใน situ hybridization อาศัยในคลิปปากตะเข้กัมมันตรังสีเพื่อเปิดเผย และตรวจสอบ probetargetไฮบริด (โอลเซ็น et al., 1986) ทำงานปัจจุบันrRNA ใน situ hybridization ใช้ฟลูออเรสเซนต์ชื่อนิวคลีโอไทด์ probes เกือบเฉพาะการ hybridization(ปลา) ความนิยมของเทคนิคปลาเนื่องจากมันเกิดประโยชน์กว่าการติดฉลากกัมมันตรังสีมีความไว ความเร็วของภาพแสดงเซลล์เดียว (โดยวิธี microscopy หรือ cytometricalอุปกรณ์), ความเสถียรของผลิตภัณฑ์ hybridizationความปลอดภัย ป้ายหลาย เวลาตรวจจับลดลง(หลายสี) และความสะดวกในการใช้ (ริชาร์ดสัน et al.,1991 DeLong, 1993 Swinger กทักเกอร์ 1996)สี fluorescein และ rhodamine มีบ่อยที่สุดใช้ fluorochromes (DeLong et al., 1989Amann และ al., 1990 Manz et al., 1992 1993 วากเนอร์ร้อยเอ็ด al., 1994), แต่สีย้อม CY3 ความสว่าง และนำไปfluorescence เฉพาะไม่ต่ำกว่าอื่น ๆ fluorochromesล่าสุดดึงดูดความสนใจมากขึ้น(Wessendorf และ Brelje, 1992 Glockner et al., 1996Zarda และ al., 1997 Kalmbach et al., 1997a Ouverneyก Fuhrman, 1999) ในทางปฏิบัติ ขั้นตอนปลาขั้นตอน: ปฏิกิริยาการตรึงเซลล์ hybridization (specificity และstringency พึ่ง hybridization อุณหภูมิ และความเข้มข้นของโพรบ เวลา ความเข้มข้นเกลือ และความยาว), hybridization หลังการซักผ้า (การเอาออกถูก หรือไม่เฉพาะผูกวัสดุ) และตรวจสอบ มักจะพบเป็นเซลล์โดยepifluorescence microscopy และเป็น counterstain ดังกล่าวเป็น DAPI (40,60-diamidino-2-phenylindole) หรือสีส้มacridine ใช้เพื่อกำหนดจำนวนของเซลล์ขึ้นอยู่กับความเข้มข้นของเซลล์เป้าหมายตัวอย่างและ การเพิ่มความละเอียด ตรวจจับปลาสามารถทำได้โดยใช้ไหลหรือเฟสของแข็งเซลล์ เซลล์ไหลช่วยนับของปลดปล่อยก๊าซ fluorescence สำหรับแต่ละโพรบเป้าหมายไฮบริด (Fuchs et al., 1998)สำหรับ TC พัฒนาการ 16S rRNAโพรบสำหรับกลุ่มนี้เป็นไปไม่ได้ นับตั้งแต่โคลิฟอร์มตามที่กำหนด โดยอุตสาหกรรมน้ำเป็นกลุ่มประกอบด้วยแบคทีเรียสกุลที่ phylogeneticallyแตกต่างกัน ดัง คลิปปากตะเข้ (ตาราง 3) ถูกพัฒนาครอบครัว Enterobacteriaceae ค่อนข้างกว่าสำหรับ TC ครั้งแรก ENTERO (Mittelman et al.,1997) ถูกพัฒนาขึ้นเพื่อตรวจสอบทางคลินิกของท่อปัสสาวะการติดเชื้อทางเดิน ที่สอง ENT1 (Loge et al., 1999)ถูกพัฒนาขึ้นสำหรับโปรแกรมประยุกต์ในตัวอย่างน้ำเสียคลิปปากตะเข้สองเหล่านี้มีความแตกต่างในองค์ประกอบของพวกเขาและ ในเงื่อนไข hybridization การ ENTEROโพรบเป็นฐานยาว 25 C + G เนื้อหา 48%เมื่อเทียบกับฐาน 17 และ 70% C + G ในการ ENT1โพรบ วิจัยภายใน RDP (Maidak et al., 1996)พบ specificity สูงสำหรับโพรบ ENT1 สำหรับพันธุ์ Enterobacteriaceae กว่าโพรบ ENTERO(Rompre´ และ Baudart, NSERC เก้าอี้อุตสาหกรรมในน้ำดื่ม Ecole Polytechnique มอนทรีออล ส่วนบุคคลการสื่อสาร)ลำดับของเป้าหมาย rRNA probes สำหรับการตรวจพบของ E. coli มียังได้เผยแพร่ EC1531โพรบ (Poulsen et al., 1994), เสริมการ 23Sลำดับ rRNA ประกอบด้วยนิวคลีโอไทด์ที่ 20 ด้วยการC + G เนื้อหาของ 55% ใช้ Shi et al. (1999) นี้โพรบสำหรับการตรวจพบ E. coli หลังจากปรับเปลี่ยนเงื่อนไขการ hybridization แต่ผลไม่ได้กล่าวถึงโพรบที่มีการใช้เป็นตัวควบคุมการทดลองใช้สารสกัดจากพิภพในการ spiked ด้วยE. coli ดีเอ็นเอ ร้อยเอ็ด Regnault al. (2000) เมื่อเร็ว ๆ นี้พัฒนาโพรบ Colinsitu ตรวจอีcoli และ E. fergusonii ในปัสสาวะ น้ำ (แม่น้ำ และน้ำเสีย) และตัวอย่างอาหาร โพรบ Colinsitu เสริมลำดับ 16S rRNA และประกอบด้วยนิวคลีโอไทด์ที่ 24 (C + G เนื้อหา 46%) โพรบนี้พบ specificity ที่ดีสำหรับการแสดงภาพประกอบเพลงของอีcoli จากสื่อต่าง ๆ ทดสอบ และได้รับใหม่ใช้สำหรับการตรวจพบ E. coli ในความสำเร็จตัวอย่างน้ำดื่ม (Delabre และ al., 2001)เทคนิคปลาปรากฏอยู่จะ เป็นการวิธีการตรวจหาในระดับมือถือ อย่างไรก็ตาม มันอาจมีข้อจำกัดบางอย่างเมื่อใช้กับการตรวจพบสาร starved เซลล์แบคทีเรียที่เผยแพร่ในน้ำดื่ม-ไอเอ็นจี ข้อจำกัดเหล่านี้ถูกเชื่อมโยงเป็นไรโบโซมแบคทีเรียเนื้อหา และทำ ให้ขนาดเล็กหมายเลขของ 16S rRNA เป้าหมายของเซลล์เหล่านี้ ซึ่งก่อให้เกิดสัญญาณการ hybridization ที่เรืองแสงอ่อน(Amann และ al., 1995 Lebaron et al., 1997) นี่คือคงทำไมปลาไม่ค่อยอธิบายในการดื่มเอกสารประกอบการน้ำครั้งนี้ เป็นสัจจะ fluorescenceขยายระบบ เช่นหลายอาศัย (แทน monolabeled ที่อาศัยในที่ทั่วไปปลาเทคนิค), โต้ตอบคุณสมบัติของการ biotine – avidine คอมเพล็กซ์หรือ horseradish peroxydaseกลวง มี fluorochrome – tyramidesubstratumสามารถแสดงวิธีการเพิ่มการความเข้มของสัญญาณเรืองแสงที่ให้ออกโดย starvedเป็นเซลล์ (Lebaron et al., 1997 Scho¨nhuber ร้อยเอ็ดal., 1997) ล่าสุด โรงแรมเพรสคอตต์และ Fricker (1999)รายงานการใช้กรดนิวคลีอิกเป็นเพปไทด์ (PNA)โพรบสำหรับใน situ hybridization และตรวจพบ E.coli ในน้ำประปา Hybridization ก็คล้ายกับผล โดยวิธีนับจานกรดนิวคลีอิกการสังเคราะห์ที่เป็น PNA น้ำตาลแกนหลักจะถูกแทนที่ ด้วยกระดูกสันหลังเพปไทด์ ที่การใช้ PNA แทนคลิปปากตะเข้ดีเอ็นเอมีความต้านทานดีกว่าการโจมตี nuclease, hybridizationเข้มข้นเกลือ เฉพาะอิสระผลผูกพัน และสั้นคลิปปากตะเข้ลำดับ เพื่อให้บรรลุไวมากขึ้น เนื่องจากโพรบ PNA binds เพิ่มเติมขอไปเป้าหมาย hybridization ปฏิกิริยาสามารถเสร็จในเวลาสั้น (30 นาที) การของเราความรู้ ยกเว้นโพรบ PNA ของ E. coli (โรงแรมเพรสคอตต์และ Fricker, 1999), คลิปปากตะเข้เหล่านี้ไม่มีแล้วใช้สำหรับกำจัดแบคทีเรีย pathogenic ที่ตรวจสอบในน้ำดื่ม ก่อนที่พวกเขาเป็นที่ยอมรับเป็นการวิธีการแจงนับโคลิฟอร์มที่สำคัญ ที่พวกเขาต้องครั้งแรก ภายใต้การตรวจสอบขั้นเพื่อให้การโพรบที่เหมาะสำหรับตัวอย่างที่วิเคราะห์ได้เลือกและปรับเงื่อนไข hybridization ถ้าจำเป็นเซลล์นี้เป็นคำถามสำคัญที่เกิดขึ้นในการการใช้ประโยชน์ของปลาสำหรับตรวจสอบการปนเปื้อนของ specificity โพรบ oligonucleotidic และในการstringency hybridization สภาพใช้ รหัสเป้าหมาย ลำดับยังคงน่าเบื่อ อย่างไรก็ตามและปลาไม่สามารถใช้กับการตรวจพบ nonphylogeneticallyระบุไมโครสิ่งมีชีวิต เช่นกำจัด ในกรณีนี้ สามารถทำงานบน Enterobacteriaceaeการระบุ phylogeneticallyกลุ่มที่เป็นตัวบ่งชี้ศักยภาพของปน fecalน้ำดื่ม ได้ก่อตั้งขึ้นที่เนื้อหา rRNAของเซลล์แบคทีเรียมี correlated โดยตรงกับการอัตราการเจริญเติบโต (Amann และ al., 1995) อย่างไรก็ตาม rRNAของแบคทีเรียอาจไม่สมบูรณ์สะท้อนความสถานะของสรีรวิทยา เหมือนที่มีจำนวนเล็กน้อยโมเลกุลของ rRNA สามารถคงอยู่ค่อนข้างนานระยะเวลาหลังจากการสูญเสียของ culturability หมอเทศข้างลาย S. และอีcoli rRNA ยังคงตรวจพบ 48 h หลังจากที่ความร้อนปานกลางเปิดใช้งานหรือวิธีการฉายรังสี UV (McKillip et al., 1998)เชอริดานและ al. (1998) ยังพบ E. coli 16S rRNA 16หลังจากยกเลิกการเรียกความร้อนที่ 100, 80 และ 60 c. hสุดท้าย โรงแรมเพรสคอตต์และ Fricker (1999) แสดงเป็น E. coliต้องใช้กับ 1.5 mg/l ของคลอรีนสำหรับถึง 30 นาทีใช้โพรบ PNA และขยายฟลูออเรส tyramideระบบ (ชุด TSA เพอร์เอลเมอวิทยาศาสตร์ออนตาริโอ แคนาดา), พวกเขายังคงตรวจพบเชื้อแบคทีเรียทันทีหลังจากคลอรีน ในขณะที่เซลล์ไม่พบโดยจำนวนแผ่นหรือวิธี Colilert สองสัปดาห์หลังจากยังมีการตรวจพบคลอรีน 10% ของเซลล์โดยชุดของโพรบ TSA PNA นี้สามารถใช้เป็นการประโยชน์วิธีการในการกำจัดที่ไม่ culturableสามารถตรวจจับ หรือ เป็นข้อเสียเปรียบในคนที่ตายอาจระบุเซลล์ ตรวจสอบเพิ่มเติมในสถานะสรีรวิทยาของแบคทีเรียที่นำ

ผลลัพธ์ (ไทย) 3:

คุณใช้ ซึ่งวิธีการตรวจแบบ
กรดนิวคลีอิกลำดับ วิธีนี้ใช้
ความสามารถของกรดนิวคลีอิกเพื่อเนล อีกคนหนึ่งในวิธีที่เฉพาะเจาะจงมากซึ่ง
รูปแบบไฮบริด
) เป็นเฉพาะเพราะพวกเขาถูกสร้างขึ้นจาก และประกอบกับมี

เลือกลำดับกรดนิวคลีอิกซึ่งเป็นเอกลักษณ์ให้จุลินทรีย์ชนิดหรือ
กลุ่มฟิวส์ที่สามารถกำหนดเป้าหมายให้ DNA หรือ RNA
โมเลกุล ใช้ลำดับ ( 5S rRNA ( และ ยุค 23 )
ความสัมพันธ์ต่างๆ บนพื้นฐานของความแตกต่างของพวกเขาและพัฒนา (

) ตอนนี้เป็นตัวกำหนดก่อตั้ง ( แอเมิน et al . , 1995 ) .
อายุกว่า 2 , 500 ชนิดของแบคทีเรีย
เบส 16S rRNA ยีนเหล่านี้
เกี่ยวข้องในปัจจุบันข้อมูลมูลค่าสูงมากในระดับต่างๆ .
เปรียบเทียบลำดับทำให้มันเป็นไปได้ในการกำหนดพื้นที่อนุรักษ์ที่สมบูรณ์

ระดับการศึกษาที่แตกต่างกันและจากนั้นภายในเฉพาะ
ระดับเหล่านี้ เป้าหมาย จาก โดเมน สายพันธุ์ ของ
สนใจเป้าหมาย rRNA โมเลกุลระดับโมเลกุลสําเนา
ของแบคทีเรีย ซึ่งจะเชื่อมโยงกับ