2.1.2. Preparation of experimental

2.1.2. Preparation of experimental diets
The ingredients of experimental diets are shown inTable 1. The
unmodified diet (control) was produced by mixing the main feed
mixture with additives and vitamin–mineral premixes, and then water
(30%) was added to make appropriate moisture. The glutinous mixture
was passed through a hand pelletizer, then dried at 60 °C for 3 h, and
stored at 4 °C until used. The modified diets were prepared by four different processes. 1) Gamma-irradiated diet and 2) microwave-irradiated
diet were prepared by irradiating the main feed mixture using gamma
source from
60
Co or microwave oven, respectively, at the best dose and
time obtained by highest in vitro digestibility values from the preliminary study inSection 2.1.1. The irradiated main feed mixtures were
then mixed with the minor ingredients (see Table 1). 3) Probioticsupplemented diet was freshly prepared by spraying the unmodified
diet with probiotic,Lactobacillus plantarum KKU CRIT5 (Premer CO.,
LTD, Thailand) before used. The population level ofL. plantarumin the
diet was 2.7 × 10
8
CFU per g diet. 4) Carbohydrase-supplemented diet
was prepared by spraying the unmodified diet with a mixture of carbohydrases (100μlkgdiet
−1
), then dried at ambient temperature, and
stored at 4 °C until used. The mixture of the enzymes was fromBacillus
lentus (Behn Meyer Chemical Co., Ltd., Thailand) containing the main
mannan-digesting enzymes,β-mannanase, and the minor enzymes of
amylase,β-glucanase, xylanase, cellulase andα-galactosidase. The
required amount of the carbohydrases was dissolved in distilled
water before being used. All modified diets were pelleted and kept
in the same way as the control diet.
2.1.3. Biochemical composition study
The diets were dried at 105 °C for 24 h before analyzing protein,
lipid, fiber, and ash, as described by theAOAC (2005). The values
were expressed as % on dry matter basis. Carbohydrate values or
nitrogen free extract (NFE) were calculated by the difference.
2.1.4. Evaluation of gelatinization degree and water solubility
The diets were freeze-dried for 2 days before analysis. The dried
mass of the diets was determined for degree of starch gelatinization
according toGuraya and Toledo (1993). Water solubility of all nutrients
was measured according to the method ofChung et al. (2010).
2.2. Fish husbandry and sample collection
Juvenilefish were obtained from a private farm in Nakhon Pathom
Province, the most important area for producing exported Siamese
fightingfish in Thailand. Thefish were acclimatized indoors, in tanks
(60 cm diameter ×30 cm height) with water temperature of 28.5±
0.3 °C, and fed with the control (unmodified) diet for 7 days before
starting the experiments. The fish of 72.73±2.14 mg initial weight
and 19.70±0.04 mm initial length were randomly distributed into 15
aquaria (18×19×34 cm), 30fish per aquarium with a porous white
cubic box (6×16×22 cm) for reducing aggressive stress betweenfish
members. The experiment was conducted for 2 weeks with 12-h
light/12-h dark and performed in triplicate with five dietary groups
(one control and four modified diets) comprised of 90fish each group.
Thefish were fed ad libitum, twice daily at 08:00 and 18:00 h. At
the end of the experiment, the fish were sacrificed by chilling in
ice according to“Ethical Principles and Guidelines for the Use of Animals for Scientific Purposes”, National Research Council, Thailand.
Thefish were not fed on the sampling day. Body weight and total
length were measured before white muscle and digestive tracts
were carefully collected. The tissues were then kept at−80 °C
until analyses.
Weight and length of the juvenilefish were measured individually. Growth performance parameters were calculated as the following formulae.
Conditionfactor g cm
–3

¼100 W=L
3

;
where W=live body weight (g) and L=total body length (cm).Specific
growth rate (SGR) was calculated according toHoude and Schekter
(1981).
SGR %day
–1

¼100e
g
−1

whereg=(lnWt−lnW0)/(t−t0), Wt=mean weight at montht,
W0=mean weight at montht0.
Netweightgain NWG ðÞ¼finalbodyweight–initialbodyweight
Averagedailygrowth ADG;gday
−1

¼netweightgain=rearingperiod
Digestosomaticindex DSI;% ðÞ¼100
gastrointestinalweight=bodyweight ½ 2.3. Water quality management
The experiments were conducted at Kasetsart University in an indoor
recirculating aquaculture system with aflow-rate of 280 ml min
−1
.
The recirculating aquaculture system was modified fromKovitvadhi
et al. (2008). This system consisted of particulate filter cabinet
(L×W×H=35×22×51 cm), macrophytesfilter cabinet (35× 85 ×
51 cm), biological filter cabinet (35× 72 × 51 cm), water resting
cabinet (35 × 35 × 51 cm), andfive culture units (34 × 19 × 26 cm).
All cabinets had the water level of 45 cm while the culture units
had the water level of 18 cm. The water parameters were analyzed
twice weekly. Water temperature, pH, conductivity and dissolved
oxygen were analyzed using water analyzer (Multi probe system,
556 MPS, YSI Incorporated, USA). Other parameters including
total alkalinity (phenolphthalein methyl orange indicator), free
carbon dioxide (titration), total hardness (EDTA titration), total
ammonia nitrogen (phenate method), nitrite (colorimetry), nitrate
(cadmium reduction) and orthophosphate (ascorbic acid method)
were analyzed according to the method ofAPHA, AWWA, WPCF (1998).
The water quality during the experimental period had the
temperature of 28.49 ±0.28 °C, pH 7.52 ±0.05, dissolved oxygen
3.95±0.06 mg L
−1
, conductivity 0.40±0.01 mS cm
−1
, total alkalinity
94.74±1.13 ppm CaCO3, total hardness 114.75±0.81 ppm CaCO3,
free carbon dioxide 1.38 ±0.05 ppm, nitrate 0.045±0.003 ppm, nitrite
0.0033 ±0.0001 ppm, total ammonia nitrogen 0.027 ±0.004 ppm, and
phosphorous 0.028 ±0.002 ppm.
2.4. Digestive enzyme studies
2.4.1. Enzyme extraction
The enzyme extractions were performed according toRungruangsakTorrissen (2007). Digestive tracts of juvenile fish were extracted in
50 mM Tris–HCl buffer pH 8 containing 200 mM NaCl (1:3 w/v) using
micro-homogenizer (THP-220, OMNI International, USA). The homogenate was centrifuged at 10,000 ×gfor 20 min at 4 °C. The supernatant
was then collected and kept at−80 °C in small portions for later determinations. Protein concentration in the crude enzyme extract was
determined according toLowry et al. (1951).
3 K. Thongprajukaew et al. / Aquaculture 322-323 (2011) 1–9
2.4.2. Digestive enzyme assays
The optimal conditions (pH and temperature) chosen for studying
the main digestive enzymes in Siamesefightingfish were according
toThongprajukaew et al. (2010a, 2010b).
Amylase activity (at pH 8 and 50 °C) was determined based
on Areekijseree et al. (2004) modified from Bernfeld (1951)
using starch solution as substrate. The enzyme digestion reaction
was modified to 15 min. Amylase specific activity was expressed
asμmol maltose produced h−1
mg protein−1
.
Total protease activity (at pH 8 and 50 °C) was assayed using
azocasein as substrate based onAreekijseree et al. (2004)modified
from Garcia-Carreno (1992).Thespecific activity of total protease
was expressed as mU mg protein
−1
. One unit (U) of total protease
activity was defined as the amount of enzyme giving an increase of
1.0 absorbance unit at 440 nm at the specified reaction condition.
Amidase activities of trypsin (at pH 8 and 50 °C) and chymotrypsin (at pH 8 and 50 °C) were assayed by initial reactions
based onRungruangsak-Torrissen (2007)using BAPNA (benzoylL-arginine-p-nitroanilide) and SAPNA (N-succinyl-ala-ala-pro-phep-nitroanilide) as specific substrates, respectively. The specificactivities of trypsin and chymotrypsin were expressed as μmolpnitroaniline produced h
−1
mg protein−1
.
Esterase activity of lipase (at pH 8 and 40 °C) was analyzed based
onWinkler and Stuckmann (1979)usingp-nitrophenyl palmitate as
substrate. The specific activity of lipase was expressed as μmolpnitrophenol produced h
−1
mg protein−1
.
2.5. In vitro digestibility studies
Crude enzyme extracts were dialyzed overnight against 50 mM
Tris–HCl buffer pH 8.2 before used for determining in vitro digestibility.
Freeze-dried diets were used as substrate. Protein and carbohydrate digestibilities of the experimental diets usingfish crude enzyme extracts
were determined using the method modified fromRungruangsakTorrissen et al. (2002) and Areekijseree et al. (2006). The reaction
mixture containing 5 mg dried feed, 10 ml 50 mM phosphate buffer
pH 8.2, 50μl 0.5% chloramphenicol, and 125μldialyzedcrudeenzyme
extract, was incubated at 25 °C for 24 h.
Protein digestibility was determined by measuring the increase in
liberated reactive amino groups of cleaved peptides. The reaction
mixture, containing 200μl digested solution, 2 ml 50 mM phosphate
buffer pH 8.2, and 1 ml 0.1% trinitrobenzene sulphonic acid (TNBS),
was heated in the dark at 60 °C for 1 h, and stopped by adding 1 ml
1 M HCl before measuring absorbance at 420 nm and comparison
withDL-alanine standard curve.
Carbohydrate digestibility was determined by measuring the
increase in reducing sugar. The reaction mixture containing 1 ml
digested solution and 500μl DNS, was heated in boiling water for
5 min and cooled to room temperature before measuring absorbance
at 540 nm and comparison with maltose standard curve.
The blanks (without dialyzed crude enzyme extracts) were used
to deduct liberated amino acids and reducing sugars. For comparison,
the calculated values were standardized by trypsin activity for protein
digestibility and by amylase activity for carbohydrate digestibility
(Thongprajukaew, 2011). The in vitro digestibility of protein was
expressed asμmolDL-alanine equivalent g dried feed
−1
trypsin activity
−1
. The in vitro digestibility of carbohydrate was expressed as
μmol maltose g dried feed−1
amylase activity
−1
.
2.6. White muscle and body compositions
Scale and skin of thefish were carefully removed, and the epaxial
white muscle was diss

ผลลัพธ์ (ไทย) 1:

2.1.2 การเตรียมอาหารทดลองส่วนผสมของอาหารทดลองจะแสดง inTable 1 ที่อาหาร unmodified (ควบคุม) ถูกผลิต โดยการผสมอาหารหลักผสมกับสารเติมแต่ง และ premixes วิตามินแร่ และน้ำ(30%) ถูกเพิ่มเข้ามาเพื่อให้ความชื้นที่เหมาะสม ส่วนผสมเหนียวไม่ผ่าน pelletizer มือ แล้วอบแห้งที่ 60 ° C สำหรับ 3 h และเก็บที่ 4 ° C จนกว่าจะใช้ อาหารปรับเปลี่ยนถูกเตรียม ด้วยกระบวนการต่าง ๆ 4 1) แกมมา-irradiated อาหาร และ 2 ไมโครเวฟ-irradiatedมีเตรียมอาหาร โดย irradiating หลักอาหารผสมที่ใช้แกมมาแหล่งที่มาจาก60บริษัทหรือเตาอบไมโครเวฟ ตามลำดับ ในพื้นที่ซึ่งมีทั้งดี และเวลาที่ได้รับตามค่าระดับสูงสุดใน digestibility จาก inSection เบื้องต้นศึกษา 2.1.1 มีส่วนผสมอาหารของหลัก irradiatedแล้ว ผสมกับส่วนผสมเล็กน้อย (ดูตารางที่ 1) 3) Probioticsupplemented อาหารได้ซึ่งทำ โดยการฉีดพ่นแบบ unmodifiedอาหารที่ มีโปรไบโอติกส์ แลคโตบาซิลลัส plantarum CRIT5 ดิ (Premer CO.,จำกัด ประเทศไทย) ก่อนใช้ OfL ระดับประชากร plantaruminอาหารถูก 2.7 × 108CFU ต่อกรัมอาหาร 4) carbohydrase-เสริมอาหารถูกเตรียม โดยการฉีดพ่นอาหาร unmodified ด้วยส่วนผสมของ carbohydrases (100μlkgdiet−1), อบแห้งที่อุณหภูมิ และเก็บที่ 4 ° C จนกว่าจะใช้ ส่วนผสมของเอนไซม์ถูก fromBacilluslentus (Behn Meyer Chemical Co., Ltd. ประเทศไทย) ประกอบด้วยหลักการเอนไซม์ mannan digesting β-mannanase และเอนไซม์ย่อยของamylase β-คัด ไซลาเนส cellulase andα-galactosidase ที่ต้องการจำนวนของ carbohydrases ถูกส่วนยุบในกลั่นน้ำก่อนใช้ อาหารทั้งหมดแก้ไขได้ pelleted และเก็บในลักษณะเดียวกับการควบคุมอาหาร2.1.3 การศึกษาองค์ประกอบที่ชีวเคมีอาหารอบแห้งที่ 105 ° C ใน 24 ชมก่อนวิเคราะห์โปรตีนไขมัน เส้นใย และ เถ้า ตามที่อธิบายไว้ โดย theAOAC (2005) ค่าได้โดยแสดงเป็น%ได้เป็นเรื่องแห้ง ค่าคาร์โบไฮเดรต หรือสารสกัดจากฟรีไนโตรเจน (NFE) ได้ตามความแตกต่าง2.1.4 การประเมิน gelatinization องศาและน้ำละลายอาหารอบแห้ง 2 วันก่อนที่จะวิเคราะห์ ที่แห้งกำหนดมวลของอาหารในระดับแป้ง gelatinizationตาม toGuraya และโทเลโด (1993) การละลายน้ำของสารอาหารทั้งหมดถูกวัดตามวิธี ofChung et al. (2010)2.2. ปลาเลี้ยงและตัวอย่างชุดJuvenilefish ได้รับมาจากฟาร์มส่วนตัวในนครปฐมจังหวัด สยามส่งออกพื้นที่สำคัญสำหรับการผลิตfightingfish ในประเทศไทย Thefish ถูก acclimatized ในร่ม ในถัง60 ซม.เส้นผ่าศูนย์กลาง× 30 ซม.สูง) กับอุณหภูมิน้ำ 28.5±0.3 ° C และเลี้ยง ด้วยอาหารควบคุม (unmodified) 7 วันก่อนเริ่มต้นการทดลอง น้ำหนักเริ่มต้นปลา 72.73±2.14 มิลลิกรัมและ 19.70±0.04 มม.ความยาวเริ่มต้นถูกสุ่มกระจายเป็น 15อควาเรีย (18 × 19 × 34 ซม), 30fish ต่อพิพิธภัณฑ์สัตว์น้ำขาว porousกล่องลูกบาศก์ (6 × 16 × 22 ซม.) เพื่อลดความเครียดก้าวร้าว betweenfishสมาชิก วิธีการทดลองสัปดาห์ที่ 2 กับ 12 hแสง/12-h เข้ม และดำเนินการใน triplicate กับอาหาร 5 กลุ่ม(ตัวควบคุมหนึ่งและปรับเปลี่ยนอาหารสี่) ประกอบด้วยการ 90fish แต่ละกลุ่มด้วยThefish ถูกเลี้ยง ad libitum สองวันที่ 08:00 และ 18:00 h. ที่สิ้นสุดการทดลอง ปลาถูกนำไปบูชายัญ ด้วยหนาวในน้ำแข็งตาม "หลักจริยธรรมและแนวทางการใช้สัตว์เพื่อวัตถุประสงค์ทางวิทยาศาสตร์" สภาวิจัยแห่งชาติ ไทยThefish ได้ไม่เลี้ยงในวันสุ่มตัวอย่าง น้ำหนักตัวและผลรวมความยาวที่วัดก่อนกล้ามเนื้อขาวและรามิดอาหารถูกรวบรวมอย่างระมัดระวัง เนื้อเยื่อได้แล้วเก็บไว้ at−80 ° Cจนกว่าจะวิเคราะห์น้ำหนักและความยาวของ juvenilefish มีวัดแต่ละ เจริญเติบโตประสิทธิภาพพารามิเตอร์ถูกคำนวณตามสูตรต่อไปนี้Conditionfactor g cm–3¼100 W = L3
;ที่ W =ร่างกายสดน้ำหนัก (กรัม) และ L =ผลรวมของความยาว (ซม.) เฉพาะคำนวณอัตราการเติบโต (SGR) ตาม toHoude และ Schekter(1981)SGR %วัน– 1¼100eg−1whereg=(lnWt−lnW0)/(t−t0), Wt =น้ำหนักเฉลี่ยที่ monthtW0 =น้ำหนักเฉลี่ยที่ montht0Netweightgain NWG ðÞ¼finalbodyweight – initialbodyweightAveragedailygrowth ADG; gday−1¼netweightgain = rearingperiodDigestosomaticindex DSI % ðÞ¼100gastrointestinalweight = bodyweight ½ 2.3 การจัดการคุณภาพน้ำได้ดำเนินการทดลองที่มหาวิทยาลัยเกษตรศาสตร์ในร่มrecirculating ระบบเพาะเลี้ยงสัตว์น้ำ มีอัตรา aflow 280 ml นาที−1.ระบบการเพาะเลี้ยงสัตว์น้ำ recirculating ถูกแก้ไข fromKovitvadhial. ร้อยเอ็ด (2008) ระบบนี้ประกอบด้วยตู้กรองฝุ่น(L × W × H = 35 × 22 × 51 ซม), (35 × 85 ซื้อตู้ macrophytesfilterซม. 51), ตู้กรองชีวภาพ (35 × 72 × 51 ซม), น้ำพักผ่อนตู้ (35 × 35 × 51 ซม.), หน่วยวัฒนธรรม andfive (34 × 19 × 26 เซนติเมตร)ตู้ทั้งหมดมี 45 ซม.ในขณะที่หน่วยวัฒนธรรมระดับน้ำ18 ซม.ระดับน้ำได้ มีวิเคราะห์พารามิเตอร์น้ำสัปดาห์ละสองครั้ง น้ำอุณหภูมิ pH นำ และส่วนยุบออกซิเจนถูกวิเคราะห์โดยใช้ตัววิเคราะห์น้ำ (หลายโพรบระบบ556 MPS, YSI รวม สหรัฐอเมริกา) พารามิเตอร์อื่น ๆ รวมทั้งรวมน้ำยา (phenolphthalein methyl ส้มตัวบ่งชี้), ฟรีก๊าซคาร์บอนไดออกไซด์ (การไทเทรต) รวมความแข็ง (การไทเทรต EDTA), รวมแอมโมเนียไนโตรเจน (phenate วิธี) ไนเตรต ไนไตรต์ (colorimetry)(แคดเมียมลด) และ orthophosphate (กรดแอสคอร์บิควิธี)ได้วิเคราะห์ตาม ofAPHA วิธี AWWA, WPCF (1998)คุณภาพน้ำช่วงทดลองได้ออกซิเจนส่วนยุบ 28.49 ±0.28 ° C, ± 0.05 pH 7.52 อุณหภูมิ3.95±0.06 mg L−1นำ 0.40±0.01 mS ซม.−1น้ำยาทั้งหมด94.74±1.13 ppm CaCO3 แข็งรวม 114.75±0.81 ppm CaCO3ฟรีคาร์บอนไดออกไซด์ 1.38 ± 0.05 ppm ไนเตรต 0.045±0.003 ppm ไนไตรต์0.0033 ±0.0001 ppm แอมโมเนียรวมไนโตรเจน 0.027 ±0.004 ppm และphosphorous 0.028 ±0.002 ppm2.4 การการศึกษาเอนไซม์ย่อยอาหาร2.4.1. เอนไซม์สกัดการสกัดเอนไซม์ได้ดำเนินการตาม toRungruangsakTorrissen (2007) รามิดอาหารปลาสลบถูกสกัดในทริสเรทติ้ง – HCl บัฟเฟอร์ pH 8 มี 200 mM NaCl (1:3 w/v) ใช้ 50 มม.ไมโคร-homogenizer (THP-220 ออมนิอินเตอร์เนชั่นแนล สหรัฐอเมริกา) Homogenate ถูก centrifuged ที่ 10000 × gfor 20 นาทีที่ 4 องศาเซลเซียส Supernatantแล้วเก็บรวบรวม และเก็บ at−80 ° C ในส่วนเล็กสำหรับ determinations ในภายหลัง มีความเข้มข้นของโปรตีนในสารสกัดเอนไซม์ดิบกำหนดตาม toLowry et al. (1951)3 คุณ Thongprajukaew et al. / เพาะเลี้ยงสัตว์น้ำ 322-323 (2011) 1-92.4.2 การย่อยอาหารเอนไซม์ assaysในเงื่อนไขที่เหมาะสม (pH และอุณหภูมิ) สำหรับการศึกษาเอนไซม์ย่อยอาหารหลักใน Siamesefightingfish ก็ตามtoThongprajukaew al. ร้อยเอ็ด (2010a, 2010b)กิจกรรม amylase (ที่ pH 8 และ 50 ° C) ได้กำหนดขึ้นใน Areekijseree et al. (2004) จาก Bernfeld (1951)ใช้โซลูชันแป้งเป็นพื้นผิว ปฏิกิริยาเอนไซม์ย่อยอาหารล่าสุดไป 15 นาที Amylase ได้แสดงกิจกรรมasμmol maltose ที่ผลิต h−1protein−1 มิลลิกรัม.รติเอสรวมกิจกรรม (ที่ pH 8 และ 50 ° C) ถูก assayed ใช้azocasein เป็นพื้นผิวตาม onAreekijseree et al. (2004) ที่ปรับเปลี่ยนจากการ์เซีย-Carreno (1992) กิจกรรม Thespecific รติเอสทั้งหมดถูกแสดงเป็นหมู่มิลลิกรัมโปรตีน−1. หนึ่งหน่วย (U) รติเอสทั้งหมดกิจกรรมถูกกำหนดเป็นจำนวนของเอนไซม์ที่ทำให้การเพิ่มขึ้นของ1.0 หน่วย absorbance ที่ 440 nm ที่เงื่อนไขระบุปฏิกิริยาAmidase กิจกรรมทริปซิน (ที่ pH 8 และ 50 ° C) และ chymotrypsin (ที่ pH 8 และ 50 ° C) มี assayed โดยปฏิกิริยาเริ่มต้นโดย onRungruangsak-Torrissen (2007) โดยใช้ BAPNA (benzoylL-อาร์จินีน-p-nitroanilide) และซัพนา (N-succinyl-ala-ala-pro-phep-nitroanilide) เป็นพื้นผิวเฉพาะ ตามลำดับ Specificactivities ทริปซินและ chymotrypsin ถูกแสดงเป็น μmolpnitroaniline ผลิต h−1protein−1 มิลลิกรัม.Esterase กิจกรรมของเอนไซม์ไลเปส (ที่ pH 8 และ 40 ° C) ที่วิเคราะห์ตามonWinkler และ Stuckmann (1979) usingp-nitrophenyl palmitate เป็นพื้นผิว กิจกรรมของเอนไซม์ไลเปสที่ถูกแสดงเป็น μmolpnitrophenol ผลิต h−1protein−1 มิลลิกรัม.2.5 การศึกษา digestibility เพาะเลี้ยงสารสกัดจากเอนไซม์ดิบได้ dialyzed ค้างคืนกับ 50 มม.ทริสเรทติ้ง – HCl บัฟเฟอร์ pH 8.2 ก่อนที่จะใช้ในการกำหนดใน digestibilityอาหารกรอบถูกใช้เป็นพื้นผิว โปรตีนและคาร์โบไฮเดรต digestibilities ของอาหารทดลองสารสกัดจากเอนไซม์ดิบ usingfishถูกกำหนดโดยใช้วิธีการปรับเปลี่ยน fromRungruangsakTorrissen et al. (2002) และ Areekijseree et al. (2006) ปฏิกิริยาประกอบด้วย 5 mg ส่วนผสมแห้งอาหาร 10 ml 50 มม.ฟอสเฟตบัฟเฟอร์pH 8.2, chloramphenicol 0.5% 50μl และ 125μldialyzedcrudeenzymeดึงข้อมูล incubated ถูกที่ 25 ° C ใน 24 ชมกำหนด โดยการวัดการเพิ่มขึ้นของโปรตีน digestibilityliberated ปฏิกิริยากลุ่มอะมิโนเปปไทด์ที่แหวก ปฏิกิริยาส่วนผสม ประกอบด้วย 200μl เจ่าโซลูชัน ฟอสเฟต 50 มม. 2 mlบัฟเฟอร์ pH 8.2 และ 1 มิลลิลิตร 0.1% trinitrobenzene sulphonic กรด (TNBS),ความร้อนในมืดที่ 60 ° C สำหรับ 1 h และหยุดเพิ่ม 1 ml1 M HCl ก่อนวัด absorbance ที่ 420 nm และเปรียบเทียบเส้นโค้งมาตรฐาน withDL-อะลานีนคาร์โบไฮเดรต digestibility ถูกกำหนด โดยการวัดการเพิ่มในการลดน้ำตาล ส่วนผสมของปฏิกิริยาที่ประกอบด้วย 1 mlเจ่าโซลูชันและ 500μl DNS ถูกความร้อนในการต้มน้ำ5 นาที และระบายความร้อนด้วยอุณหภูมิห้องก่อนวัด absorbanceที่ 540 nm และเปรียบเทียบกับเส้นโค้งมาตรฐาน maltoseใช้ช่องว่าง (ไม่ มีสารสกัดจากเอนไซม์ดิบ dialyzed)การหัก liberated กรดอะมิโนและน้ำตาลลดลง สำหรับการเปรียบเทียบค่าที่คำนวณได้มาตรฐาน โดยกิจกรรมทริปซินโปรตีนdigestibility และ amylase กิจกรรมสำหรับคาร์โบไฮเดรต digestibility(Thongprajukaew, 2011) Digestibility ในโปรตีนได้อาหารแห้ง g เท่ากับอะลานีน asμmolDL แสดง−1กิจกรรมทริปซิน−1. Digestibility เพาะเลี้ยงของคาร์โบไฮเดรตถูกแสดงเป็นΜmol maltose g แห้ง feed−1กิจกรรม amylase−1.2.6. ขาวจนร่างกายและกล้ามเนื้อมาตราส่วนและผิวของ thefish ถูกเอาอย่างระมัดระวัง และ epaxialกล้ามเนื้อขาวมี diss

ผลลัพธ์ (ไทย) 2:

2.1.2 การเตรียมอาหารทดลองส่วนผสมของอาหารการทดลองแสดงให้เห็น inTable 1. การรับประทานอาหารที่ไม่แปร (ควบคุม) ที่ถูกผลิตโดยการผสมอาหารหลักผสมกับสารเติมแต่งและpremixes วิตามินเกลือแร่และน้ำแล้ว(30%) ถูกเพิ่มเข้ามาเพื่อให้ความชุ่มชื้นที่เหมาะสม ส่วนผสมข้าวเหนียวก็ผ่านไปผ่าน pelletizer มือแห้งที่ 60 องศาเซลเซียสเป็นเวลา 3 ชั่วโมงและเก็บไว้ที่4 องศาเซลเซียสจนกว่าจะใช้ อาหารที่ปรับเปลี่ยนได้จัดทำขึ้นโดยสี่กระบวนการที่แตกต่าง 1) อาหาร Gamma-ฉายรังสีและ 2) ไมโครเวฟฉายรังสีอาหารที่ถูกจัดทำขึ้นโดยฉายรังสีผสมอาหารหลักโดยใช้รังสีแกมมาที่มาจาก60 ร่วมหรือเตาอบไมโครเวฟ, ตามลำดับในปริมาณที่ดีที่สุดและเวลาที่ได้รับจากที่สูงที่สุดในหลอดทดลองค่าการย่อยได้จากการศึกษาเบื้องต้นinSection 2.1.1 ฉายรังสีผสมอาหารหลักได้รับการผสมกับส่วนผสมเล็ก ๆ น้อย ๆ (ดูตารางที่ 1) 3) การรับประทานอาหารที่ถูกจัดทำขึ้น Probioticsupplemented สดใหม่โดยการฉีดพ่นไม่แปรอาหารที่มีโปรไบโอติกLactobacillus plantarum CRIT5 มหาวิทยาลัยขอนแก่น (Premer CO., LTD ประเทศไทย) ก่อนที่จะนำมาใช้ ระดับประชากร OFL plantarumin อาหารเป็น 2.7 × 10 8 CFU ต่อกรัมอาหาร 4) อาหารเสริม Carbohydrase-ถูกจัดทำขึ้นโดยการฉีดพ่นอาหารที่ยังไม่แปรที่มีส่วนผสมของcarbohydrases (100μlkgdiet -1) แห้งที่อุณหภูมิห้องและเก็บไว้ที่4 องศาเซลเซียสจนกว่าจะใช้ ส่วนผสมของเอนไซม์ที่เป็น fromBacillus lentus (คอเมเยอร์เคมิคอล จำกัด ประเทศไทย) ที่มีหลักเอนไซม์ย่อยMannan-, β-mannanase และยังไม่บรรลุนิติภาวะของเอนไซม์อะไมเลส, β-glucanase, ไซลาเนส, เซลลูandα-galactosidase จำนวนเงินที่ต้องของ carbohydrases ถูกละลายในกลั่นน้ำก่อนที่จะถูกนำมาใช้ อาหารที่มีการปรับเปลี่ยนทั้งหมดถูกเม็ดและเก็บไว้ในลักษณะเดียวกับการควบคุมอาหาร. 2.1.3 การศึกษาองค์ประกอบทางชีวเคมีอาหารที่แห้งที่อุณหภูมิ 105 องศาเซลเซียสเป็นเวลา 24 ชั่วโมงก่อนที่จะวิเคราะห์โปรตีนไขมันเส้นใยและเถ้าตามที่อธิบายtheAOAC (2005) ค่าที่ถูกแสดงเป็น% บนพื้นฐานแห้ง ค่าคาร์โบไฮเดรตหรือไนโตรเจนฟรี (กศน) จะถูกคำนวณจากความแตกต่าง. 2.1.4 การประเมินผลการศึกษาระดับปริญญาเจลละลายน้ำและอาหารที่ได้รับการแห้งเป็นเวลา 2 วันก่อนที่จะวิเคราะห์ แห้งมวลของอาหารที่ถูกกำหนดสำหรับระดับของการเกิดเจลสตาร์ชตามtoGuraya และ Toledo (1993) สามารถในการละลายน้ำของสารอาหารทั้งหมดวัดตามวิธี ofChung et al, (2010). 2.2 การเลี้ยงปลาและการเก็บตัวอย่างJuvenilefish ที่ได้รับจากฟาร์มเอกชนในจังหวัดนครปฐมจังหวัดในพื้นที่ที่สำคัญที่สุดสำหรับการผลิตส่งออกสยามFightingFish ในประเทศไทย Thefish ถูกปรับสภาพในบ้านในถัง(60 ซม. เส้นผ่าศูนย์กลาง 30 ซม×สูง) กับอุณหภูมิของน้ำ 28.5 ± 0.3 ° C และอาหารที่มีการควบคุม (แปร) อาหารเป็นเวลา 7 วันก่อนที่จะเริ่มต้นการทดลอง ปลาของ 72.73 ± 2.14 มิลลิกรัมต่อน้ำหนักเริ่มต้นและ19.70 ± 0.04 มิลลิเมตรระยะเวลาในการเริ่มต้นมีการกระจายแบบสุ่มเป็น 15 ตู้ (18 × 19 × 34 ซม.) 30fish ต่อพิพิธภัณฑ์สัตว์น้ำที่มีรูพรุนสีขาวกล่องลูกบาศก์(6 × 16 × 22 ซม.) ในการลด ก้าวร้าวความเครียด betweenfish สมาชิก ทำการทดลองเป็นเวลา 2 สัปดาห์กับ 12 ชั่วโมงแสง/ มืด 12 ชั่วโมงและดำเนินการในเพิ่มขึ้นสามเท่าที่มีห้ากลุ่มอาหาร(หนึ่งในการควบคุมและสี่อาหารที่มีการปรับเปลี่ยน) ประกอบด้วย 90fish แต่ละกลุ่ม. Thefish ได้รับการเลี้ยงดูโฆษณา libitum สองครั้งทุกวันที่ 08: 00 ชั่วโมงและ 18:00 ในตอนท้ายของการทดลองปลาเสียสละโดยหนาวในน้ำแข็งตาม"หลักจริยธรรมและแนวทางการใช้สัตว์วิทยาศาสตร์วัตถุประสงค์" สภาวิจัยแห่งชาติประเทศไทย. Thefish ไม่ได้ถูกเลี้ยงในวันที่สุ่มตัวอย่าง น้ำหนักตัวและรวมระยะเวลาในวัดก่อนที่กล้ามเนื้อสีขาวและทางเดินอาหารที่ถูกเก็บรวบรวมอย่างระมัดระวัง เนื้อเยื่อที่ถูกเก็บไว้แล้วที่ 80 ° C จนการวิเคราะห์. น้ำหนักและความยาวของ juvenilefish ถูกวัดเป็นรายบุคคล ค่าประสิทธิภาพการเจริญเติบโตจะถูกคำนวณเป็นสูตรต่อไปนี้. Conditionfactor กรัมซม-3 ?? ¼100? W = L 3 ??; ที่ W = น้ำหนักตัวสด (ช) และ L = ความยาวลำตัวรวม (เซนติเมตร) .Specific อัตราการเจริญเติบโต (SGR) ที่คำนวณได้ตาม toHoude และ Schekter. (1981) SGR% วัน-1 ?? ¼100e กรัม-1 ?? whereg = (lnWt-lnW0) / (t-t0) น้ำหนัก = หมายถึงน้ำหนักที่ montht, W0 = หมายถึงน้ำหนักที่ montht0. Netweightgain NWG ðÞ¼finalbodyweight-initialbodyweight Averagedailygrowth ADG; GDay -1 ?? ¼netweightgain = rearingperiod Digestosomaticindex DSI;% ðÞ¼100? gastrointestinalweight = น้ำหนักตัว½? 2.3 การจัดการคุณภาพน้ำการทดลองดำเนินการที่มหาวิทยาลัยเกษตรศาสตร์ในร่มระบบน้ำหมุนเวียนที่มีaflow อัตรา 280 มิลลิลิตรนาที-1. ระบบน้ำหมุนเวียนมีการปรับเปลี่ยน fromKovitvadhi et al, (2008) ระบบนี้จะประกอบไปด้วยตู้กรองอนุภาค(L × W × H = 35 × 22 × 51 ซม.) ตู้ macrophytesfilter (35 × 85 × 51 ซม.) ตู้กรองชีวภาพ (35 × 72 × 51 ซม.) น้ำที่วางอยู่ในตู้(35 × 35 × 51 ซม.) หน่วยวัฒนธรรม andfive (34 × 19 × 26 ซม.) ตู้ทั้งหมดมีระดับน้ำ 45 ซม. ในขณะที่หน่วยงานวัฒนธรรมมีระดับน้ำ18 ซม พารามิเตอร์วิเคราะห์น้ำสัปดาห์ละสองครั้ง อุณหภูมิของน้ำมีค่า pH การนำและการละลายออกซิเจนถูกวิเคราะห์โดยใช้การวิเคราะห์ทางน้ำ(มีระบบการสอบสวนหลาย, 556 MPS, YSI Incorporated, สหรัฐอเมริกา) พารามิเตอร์อื่น ๆ รวมทั้งความเป็นด่างรวม(phenolphthalein ตัวบ่งชี้ส้มเมธิล) ฟรีก๊าซคาร์บอนไดออกไซด์(ไตเตรท) ความแข็งรวม (ไตเตรท EDTA) รวมแอมโมเนียไนโตรเจน(วิธี phenate), ไนไตรท์ (colorimetry) ไนเตรต(ลดแคดเมียม) และออร์โธฟอสเฟต (วิธีวิตามินซี ) ถูกนำมาวิเคราะห์ตามวิธี ofAPHA, AWWA, WPCF (1998). คุณภาพน้ำในช่วงระยะเวลาการทดลองมีอุณหภูมิ 28.49 ± 0.28 องศาเซลเซียสพีเอช 7.52 ± 0.05, ออกซิเจนละลาย 3.95 ± 0.06 มิลลิกรัมต่อลิตร-1 การนำ 0.40 ± 0.01 มิลลิเซนติเมตร-1 ด่างรวม94.74 ± 1.13 ppm CaCO3 ความแข็งรวม 114.75 ± 0.81 ppm CaCO3, ก๊าซคาร์บอนไดออกไซด์ฟรี 1.38 ± 0.05 ppm ไนเตรต 0.045 ± 0.003 ppm, ไนไตรท์0.0033 ± 0.0001 ppm ไนโตรเจนแอมโมเนียรวม 0.027 ± 0.004 ppm และฟอสฟอรัส0.028 ± 0.002 ppm. 2.4 เอนไซม์ย่อยอาหารการศึกษา2.4.1 สกัดเอนไซม์สกัดเอนไซม์ที่ได้ดำเนินการตาม toRungruangsakTorrissen (2007) ทางเดินอาหารของปลาที่เด็กและเยาวชนถูกสกัดใน50 มิลลิ Tris-HCl บัฟเฟอร์ pH 8 มี 200 มิลลิโซเดียมคลอไรด์ (1: 3 w / v) โดยใช้ไมโครโฮโมจีไน(THP-220, OMNI ระหว่างประเทศสหรัฐอเมริกา) homogenate ถูกหมุนเหวี่ยงที่ 10,000 × gfor 20 นาทีที่ 4 ° C สารละลายที่ถูกเก็บรวบรวมแล้วและเก็บไว้ที่ 80 องศาเซลเซียสในส่วนเล็ก ๆ ในการพิจารณาในภายหลัง ความเข้มข้นของโปรตีนในสารสกัดเอนไซม์ถูกกำหนดตาม toLowry et al, (1951). 3 เค Thongprajukaew et al, / เพาะเลี้ยงสัตว์น้ำ 322-323 (2011) 1-9 2.4.2 เอนไซม์ย่อยอาหารการวิเคราะห์เงื่อนไขที่ดีที่สุด (pH และอุณหภูมิ) ได้รับการแต่งตั้งในการศึกษาเอนไซม์ย่อยอาหารหลักในSiamesefightingfish ถูกตามtoThongprajukaew et al, (2010a, 2010b). กิจกรรมอะไมเลส (ที่ pH 8 และ 50 ° C) ถูกกำหนดขึ้นในAreekijseree et al, (2004) ดัดแปลงมาจาก Bernfeld (1951) ใช้วิธีแป้งเป็นสารตั้งต้น ปฏิกิริยาการย่อยอาหารเอนไซม์ถูกปรับเปลี่ยนไป 15 นาที กิจกรรมที่เฉพาะเจาะจงอะไมเลสได้แสดงออกasμmolผลิตมอลโตส H-1 มิลลิกรัมโปรตีน 1. กิจกรรมโปรติเอสรวม (ที่ pH 8 และ 50 ° C) ได้รับการวิเคราะห์โดยใช้azocasein เป็นสารตั้งต้นตาม onAreekijseree et al, (2004) การปรับเปลี่ยนจากการ์เซียCarreno (1992) กิจกรรม .Thespecific ของโปรติเอสรวมได้รับการแสดงเป็นmU mg โปรตีน-1 หนึ่งหน่วย (U) ของโปรติเอสรวมกิจกรรมที่ถูกกำหนดเป็นปริมาณของเอนไซม์ให้เพิ่มขึ้น1.0 หน่วยการดูดกลืนแสงที่ 440 นาโนเมตรที่สภาวะปฏิกิริยาที่ระบุ. กิจกรรม Amidase ของ trypsin (ที่ pH 8 และ 50 ° C) และ chymotrypsin (ที่ pH 8 และ 50 ° C) ได้รับการวิเคราะห์จากปฏิกิริยาเริ่มต้นตามonRungruangsak-Torrissen (2007) โดยใช้ BAPNA (benzoylL อาร์จินี-P-nitroanilide) และ Sapna (N-เป็น Succinyl Ala-Ala-โปรสศรบ-nitroanilide) เป็นพื้นผิวที่เฉพาะเจาะจง ตามลำดับ specificactivities ของ trypsin และ chymotrypsin ถูกแสดงเป็นμmolpnitroanilineผลิตเอช-1 มก. โปรตีน 1. กิจกรรม Esterase ของเอนไซม์ไลเปส (ที่ pH 8 และ 40 ° C) ได้รับการวิเคราะห์ตามonWinkler และ Stuckmann (1979) palmitate usingp-Nitrophenyl เป็นสารตั้งต้น กิจกรรมที่เฉพาะเจาะจงของเอนไซม์ไลเปสได้รับการแสดงเป็นμmolpnitrophenolผลิตเอช-1 มก. โปรตีน 1. 2.5 ในการศึกษาการย่อยหลอดทดลองสารสกัดเอนไซม์ดิบถูก dialyzed ค้างคืนกับ 50 มิลลิบัฟเฟอร์Tris-HCl pH 8.2 ก่อนที่จะนำมาใช้ในการพิจารณาในการย่อยหลอดทดลอง. อาหารแห้งถูกนำมาใช้เป็นสารตั้งต้น โปรตีนและคาร์โบไฮเดรตที่ย่อยของอาหารทดลอง usingfish สารสกัดจากเอนไซม์ได้รับการพิจารณาโดยใช้วิธีการปรับเปลี่ยนfromRungruangsakTorrissen et al, (2002) และ Areekijseree et al, (2006) ปฏิกิริยาส่วนผสมที่มี 5 มิลลิกรัมแห้งอาหาร 10 มล. 50 มมฟอสเฟตบัฟเฟอร์ pH 8.2 50μl chloramphenicol 0.5% และ125μldialyzedcrudeenzymeสารสกัดจากได้รับการบ่มที่อุณหภูมิ25 องศาเซลเซียสเป็นเวลา 24 ชั่วโมง. การย่อยโปรตีนได้รับการกำหนดโดยการวัดการเพิ่มขึ้นของการปลดปล่อยกลุ่มอะมิโนปฏิกิริยาเปปไทด์ cleaved ปฏิกิริยาส่วนผสมที่มีวิธีการแก้ปัญหา200μlย่อย 2 มิลลิลิตร 50 มิลลิฟอสเฟตบัฟเฟอร์pH 8.2 และ 1 มล. 0.1% trinitrobenzene กรด sulphonic (TNBS) ถูกความร้อนในที่มืดที่ 60 องศาเซลเซียสเป็นเวลา 1 ชั่วโมงและหยุดโดยการเพิ่ม 1 มล. 1 M HCl ก่อนที่จะวัดการดูดกลืนแสงที่ 420 นาโนเมตรและการเปรียบเทียบกราฟมาตรฐานwithDL-อะลานีน. การย่อยคาร์โบไฮเดรตถูกกำหนดโดยการวัดการเพิ่มขึ้นในการลดน้ำตาล ผสมปฏิกิริยาที่มี 1 มิลลิลิตรวิธีการแก้ปัญหาย่อยและDNS 500μl, ถูกความร้อนในน้ำเดือด5 นาทีและระบายความร้อนที่อุณหภูมิห้องก่อนที่จะวัดการดูดกลืนแสงที่540 นาโนเมตรและการเปรียบเทียบกับเส้นโค้งมาตรฐานมอลโตส. ช่องว่าง (ไม่มีสารสกัดเอนไซม์ dialyzed) ถูกนำมาใช้ในการหักกรดอะมิโนที่มีอิสรเสรีและลดน้ำตาล สำหรับการเปรียบเทียบค่าที่คำนวณได้มาตรฐานโดยกิจกรรม trypsin โปรตีนย่อยและกิจกรรมอะไมเลสสำหรับการย่อยคาร์โบไฮเดรต(Thongprajukaew 2011) ในหลอดทดลองการย่อยของโปรตีนที่ถูกแสดงเทียบเท่าasμmolDL-อะลานีนกรัมแห้งอาหาร-1 กิจกรรม trypsin -1 ในหลอดทดลองการย่อยคาร์โบไฮเดรตได้รับการแสดงเป็นไมโครโมลมอลโตสกรัมแห้งอาหาร-1 กิจกรรมอะไมเลส-1. 2.6 กล้ามเนื้อสีขาวและองค์ประกอบร่างกายขนาดและผิวของ thefish ถูกลบออกอย่างระมัดระวังและ epaxial กล้ามเนื้อสีขาวท้าทาย

ผลลัพธ์ (ไทย) 3:

2.1.2 . การเตรียมอาหารทดลอง
ส่วนผสมของอาหารทดลองทุกสูตรจะแสดง intable 1
อาหารแปร ( ควบคุม ) ถูกผลิตโดยการผสมอาหารผสมกับสารเติมแต่งและวิตามิน
หลักและ premixes แร่และน้ำ
( 30% ) ถูกเพิ่มเข้ามาเพื่อให้ความชื้นที่เหมาะสม
ผสมข้าวเหนียว ก็ผ่านมือ pelletizer แล้วอบแห้งที่อุณหภูมิ 60 องศา C 3 H ,
เก็บรักษาที่อุณหภูมิ 4 องศา C จนใช้ การปรับเปลี่ยนอาหารที่เตรียมโดยกระบวนการที่แตกต่างกัน 1 ) และ 2 ) ไมโครเวฟอาหารฉายรังสีแกมมารังสี
อาหารเตรียมโดยการฉายรังสีอาหารผสม หลักการใช้แหล่งรังสีแกมมาจากโคบอลต์หรือ 60


เตาไมโครเวฟ ตามลำดับที่ และเวลาที่ได้รับยาที่ดีที่สุด
ด้วยค่าในหลอดทดลองได้สูงสุดจากการศึกษาเบื้องต้นเครื่องกล / ไฟฟ้า 1.1 .ฉายรังสีอาหารเป็นหลัก การผสม
แล้วผสมกับส่วนผสมเล็กน้อย ( ดูตารางที่ 1 ) 3 ) อาหารที่ถูก สด ๆ probioticsupplemented เตรียมโดยการฉีดพ่นอาหารแปร
กับโปรไบโอติก Lactobacillus plantarum , มข. crit5 ( เส้นผ่าศูนย์กลาง Co . ,
Ltd , ประเทศไทย ) ก่อนใช้ ประชากรระดับ OFL . plantarumin
อาหารคือ 2.7 × 10
8
( โคโลนี / กรัมอาหาร 4 ) คาร์โบไฮเดรตเสริมอาหาร
เตรียมพ่นอาหารแปร ที่มีส่วนผสมของเอนไซม์ที่ย่อยคาร์โบไฮเดรท ( 100 μ lkgdiet − 1

) แล้วแห้งที่อุณหภูมิห้องและอุณหภูมิ 4 องศา C
จนใช้ ส่วนผสมของเอนไซม์ ( . . . )
ทนเบห์นเมเยอร์ Chemical Co . , Ltd . , ประเทศไทย ) ที่มีหลัก
Mannan ย่อยเอนไซม์บีตา - แมนนาเนสและเอนไซม์อะไมเลสย่อยของ
, เอนไซม์บีตา - กลู , ,เซลลูเลส และแอลฟา galactosidase
ต้องใช้ปริมาณเอนไซม์ที่ย่อยคาร์โบไฮเดรทละลายในน้ำกลั่น
น้ำก่อนที่จะใช้ ทั้งหมดอาหารและดัดแปลงเป็นเม็ดเก็บไว้
ในลักษณะเดียวกันเป็นอาหารควบคุม
ทาง . ชีวเคมีการศึกษา
อาหารที่อุณหภูมิ 105 องศา C เป็นเวลา 24 ชั่วโมงก่อนที่จะวิเคราะห์โปรตีน ไขมัน เส้นใย และเถ้า
, , ตามที่อธิบายไว้โดย theaoac ( 2005 ) ค่า
กำลังแสดงเป็น % บนพื้นฐานแห้ง ค่าคาร์โบไฮเดรตหรือสารสกัด
ไนโตรเจนฟรี ( NFE ) คำนวณจากผลต่าง .
2.1.4 . การประเมินระดับการเกิดเจลาติไนซ์มีการละลาย
อาหารแห้ง 2 วัน ก่อนการวิเคราะห์และน้ำ อบแห้ง
มวลของอาหารได้ตามระดับของอุณหภูมิและแป้ง
toguraya โทเลโด ( 1993 ) ค่าการละลายของสารอาหารทั้ง
วัดตามวิธีการ ofchung et al . ( 2553 ) .
2.2 . การเลี้ยงปลาและ juvenilefish คอลเลกชัน
ตัวอย่างได้จากฟาร์มเอกชนในจังหวัดนครปฐม
จังหวัดพื้นที่ที่สำคัญที่สุดสำหรับการผลิตส่งออกสยาม
ไฟท์ติ้ง ฟิช ในไทย thefish กำลังปรับสภาพในบ้าน , ในถัง
( 60 ซม. เส้นผ่าศูนย์กลาง× 30 ซม. ความสูง ) กับอุณหภูมิน้ำ 28.5 ±
0.3 องศา Cอาหารกับการควบคุม ( แปร ) อาหาร 7 วันก่อน
เริ่มการทดลอง ปลาของ 72.73 ± 2.14 มิลลิกรัมน้ำหนักเริ่มต้น
19.70 ± 0.04 มม. ความยาวและการสุ่มกระจายออกเป็น 15
นุกูล ( 18 × 19 × 34 ซม. ) 30fish ต่อตู้ปลาที่มีรูพรุนกล่องลูกบาศก์สีขาว
( 6 × 16 × 22 ซม. ) เพื่อลดการก้าวร้าว ความเครียด betweenfish
สมาชิก โดยทำการทดลอง 2 สัปดาห์กับ 12-h
แสง / 12-h มืดและดำเนินการทั้งสามใบ มีห้ากลุ่มอาหาร
( ควบคุมและ 4 สูตรดัดแปลง ) ประกอบด้วย 90fish แต่ละกลุ่ม .
thefish ได้รับอย่างเต็มที่ สองวันที่ 08 : 00 และ 18 : 00 ชั่วโมงที่
สิ้นสุดการทดลอง ปลาถูกฆ่า โดยถือใน
น้ำแข็งตาม " หลักการทางจริยธรรมและ แนวทางการใช้สัตว์เพื่อวัตถุประสงค์ทางวิทยาศาสตร์ "สภาวิจัยแห่งชาติ .
thefish ไม่ได้กิน 2 วัน น้ำหนักและความยาวรวม
ถูกวัดก่อนกล้ามเนื้อสีขาวและทางเดินอาหาร
คือการเก็บรวบรวมอย่างระมัดระวัง . เนื้อเยื่อจึงถูกเก็บรักษาไว้ที่ 80 °− C

จน วิเคราะห์น้ำหนักและความยาวของ juvenilefish วัดแบบ แสดงพารามิเตอร์การคำนวณตามสูตรต่อไปนี้
conditionfactor g cm
3
)
 ¼ 100  W = l
3

 ;
ที่ W = น้ำหนักมีชีวิต ( G ) และความยาวของร่างกายทั้งหมด L = ( ซม. ) อัตราการเจริญเติบโตจำเพาะ
( SGR ) และคำนวณตาม tohoude schekter
( 1981 )

% วันอื่น - 1

 ¼ 100E
g


whereg   − 1 = ( lnwt − ( − lnw0 ) / t0 ) โดยน้ำหนักเฉลี่ยที่ montht = , = น้ำหนักหมายถึงที่ montht0 W0
.
netweightgain nwg ðÞ¼ finalbodyweight – initialbodyweight
averagedailygrowth ADG gday − 1

;
 ¼ netweightgain = rearingperiod
digestosomaticindex DSI ; % ðÞ¼ 100
 gastrointestinalweight = bodyweight ½  2.3 การจัดการคุณภาพน้ำ
การทดลองที่มหาวิทยาลัยเกษตรศาสตร์ในร่ม
หมุนเวียนระบบเพาะเลี้ยงสัตว์น้ำด้วย aflow อัตรา 280 มิลลิลิตรต่อนาที
− 1
.
เพาะเลี้ยงสัตว์น้ำระบบหมุนเวียนแก้ไข fromkovitvadhi
et al . ( 2008 )