1. IntroductionFruit photosynthesis

1. Introduction
Fruit photosynthesis occurs in coffee, pea, soybean, avocado, orange and apple. Photosynthetic activity of coffee fruit (Coffea arabica) seems to contribute 20–30% of the total photosynthesis of the tree [1]. Pods of pea (Pisum sativum) and soybean (Glycine max) show unique CO2 assimilation; outer layer of the pod captures CO2 from the outside atmosphere and the inner layer reassimilates the CO2 released from respiring seeds in the pod cavity [2] and [3]. In fleshy fruit, apple (Malus pumila) photosynthesis is relatively well studied and likely to have an intermediate status between non-autotrophic, C3 and C4/CAM photosynthesis [4]. Recently, we reported seasonal changes in photosynthetic rate in Satsuma mandarin fruit and suggested that the fruit may have intermediate status among C3, non-autotrophic tissue, and C4/CAM photosynthesis during middle stages of fruit development, because of concomitant activation of phosphoenolpyruvate carboxylase (PEPC) and photosynthesis [5]. In orange, in-situ studies showed the photosynthesis and transpiration rates of attached fruitlets [6], while SEM studies showed functional stomata and their densities on the developing, still green fruitlets [7].
Young fruit often are covered with paper bags to prevent fungal, insect, and physical damage and to promote color development on the fruit skin in Japanese commercial fruit tree orchards. However, bagging usually lowers sugar content at harvest [8], [9] and [10], and we considered this phenomenon as inhibition of fruit photosynthesis and PEPC activity in Satsuma mandarin [5]. However, detailed figures on fruit photosynthesis are unclear such as gas exchange pathway and response to different environments due to a massive CO2 gradient from the inside to the outside of the fruit [4].
In this study, first, we aimed to observe the stomata development on the fruit surface and relate their appearance to the transpiration of Satsuma mandarin. Then, we tried to determine the photosynthetic responses of the fruit to different CO2 and photosynthetic photon flux density (PPFD) levels.
2. Materials and methods
2.1. Plant materials
Three fully-grown trees of Satsuma mandarin (Citrus unshiu Marc. cv. Uenowase) were used at the Experimental Farm of Mie University, Tsu, Mie, Japan.
2.2. Stoma observation on fruit
Three fruits were sampled at about 1 month intervals and 3 rind pieces (5 mm length × 5 mm width × 1 mm thickness) were prepared by using razor blade from fruit apex, equator and stem end zones, respectively. The pieces were then pre-fixed with 3% glutaraldehyde in 50 mM phosphate buffer (pH 7.0) for 24 h, post-fixed with 1% osmic acid for 1 h, and dehydrated in vacuo. Samples dipped in isoamyl acetate for 2 h were dried in a critical point dryer, mounted on a sample supporter and coated with gold for 8 min in a vacuum evaporator. The samples were observed under scanning electron microscopy (SEM) (Hitachi S-4000, Japan) and photographed. To assess stoma development, long axis of the stoma was measured using at least 20 stomata at each sampling date. The percentage of collapsed stoma (Fig. 1D) was also calculated using at least 40 stomata.

Fig. 1.
Stoma observation by SEM on Satsuma mandarin fruit.
A: Equator zone of the fruit 28 DAFB.
B: A soma consisted of a domed projection and a pair of guard cells 28 DAFB at equator zone.
C: A stoma showing a clear crevice between two guard cells 28 DAFB at equator zone.
D: Stalk end zone of the fruit 63 DAFB. Note the possibly developing stoma (d), intact stoma (i), and collapsed stoma (c), respectively.
E: A stoma with collapsed guard cells 153 DAFB at stem end zone.
F: A collapsed stoma accumulated wax-like substances in the hole 209 DAFB at apex zone.
Figure options
2.3. Determination of fruit transpiration rate
Three fruits were used for determining transpiration rate at 64, 102, 136, 160, 189 and 218 days after full bloom (DAFB). Fruit diameter was ∼30, 45, 62, 75, 76 and 73 mm respectively, and fruits were green up to ∼120 DAFB. The cut surface of fruit peduncle was sealed with lanoline and placed into cylindrical glass bottle (11.5 cm inner diameter × 9 cm height). The bottle was covered by a cap equipped with humidity sensor (Vaisala HM 141, Finland), irradiated with 76 μmol m−2 s−1 light supplied by halogen lamps (Sumita Optical Glass, Saitama, Japan), and humidity increase in the bottle was recorded at 1 min intervals. Since the humidity increase lowered after 5 min-incubation in young fruit or 3 min-incubation in developed fruit, initial linear line was used for determining transpiration rate. Transpiration rate was measured in each fruit and expressed as mmol H2O m−2 s−1.
2.4. Determination of fruit photosynthesis under different CO2 and low PPFD levels
Fruits 94 DAFB were used for determining in-vitro response to different CO2 concentrations, and fruits 114 DAFB were for different low PPFD, respectively, because the mandarin fruits show active photosynthesis during these stages as reported previously [5]. Photosynthesis and respiration rates were measured by oxygen electrode apparatus (Rank Brothers, Cambridge, U.K.) supplemented with halogen lamps (Sumita Optical Glass, Saitama, Japan) as reported earlier [5]. Briefly, 10 rind discs (3 mm diameter) were prepared from equator zone of three fruits with the albedo tissue removed, soaked in 0.05 M phosphate buffer (pH 7.0) for 30 s, and placed in an electrode tank with 3 ml of fresh phosphate buffer at 25 °C. The CO2 concentration, 50–1000 ppm, was adjusted by adding different amount of NaHCO3 solution into the tank and PPFD of 135 μmol m−2 s−1 was supplied. The pH in the tank was 7.0. Meanwhile, PPFD, from 2.7 to 270 μmol m−2 s−1, was regulated by placing the lamp at various distances from the electrode tank containing 440 ppm CO2. The O2 increase (net photosynthesis) in the buffer was recorded under light conditions for 15 min, then O2 decrease (respiration) was measured for 10 min under dark by covering the tank with three layers of aluminum foil. Before use, the buffer had been bubbled with N2 gas for 1 h and stored in a desiccator containing 2 M NaOH to remove CO2. Leaf photosynthesis and respiration rates were also measured as a control by using 10 discs (3 mm diameter) from five leaves at the same sampling date. Experiments were repeated at least 3 times and mean value ± SE was presented.
2.5. Statistical analysis
Statistical analyses were performed for the data obtained by, at least, three replications in each experiment by using Excel (Version 12.3.2; Microsoft, Redmond, WA). Data were expressed means ± SES unless otherwise indicated.
3. Results
Stomata were present over the fruit surface in Satsuma mandarin (Fig. 1A). Each stoma was composed of a domed projection with a hole at the top and a pair of guard cell were equipped inside the hole (Fig. 1B). Many stomata seemed to be morphologically intact in young fruit; intact guard cells and a clear crevice between them were observed (Fig. 1C). When the stoma density was calculated, 200–300 mm−2 stomata were present during 28 (∼10 mm diameter fruit) and 63 DAFB (∼30 mm diameter fruit), and it was higher in fruit apex and equator zones than stem end zone (Fig. 2). The density lowered gradually until 153 DAFB and maintained constant levels thereafter, with approximately 30 mm−2, at respective zones. On young fruit surface, several stomata appeared to be immature and still developing (Fig. 1D, d). When the length of stoma long axis was checked, it increased up to 118 DAFB in stem end, 88 DAFB in equator and 63 DAFB in apex zone, respectively, and remained almost the constant levels thereafter (Table 1). On the other hand, some collapsed stomata were also present on the same fruit (Fig. 1D, c). The collapse was observed already 28 DAFB and the frequency increased slowly until 118 DAFB and rapidly up to 153 DAFB (Table 2). The collapse occurred earlier at distal zone of the fruit and occupied more than 80% of the stomata at mature stage. In a collapsed stoma, the guard cells destroyed in many cases (Fig. 1E), and finally, domed projection also broke down and waxy substance appeared to accumulate in the hole (Fig. 1F).

Fig. 2.
Seasonal changes in stoma density and transpiration rate in Satsuma mandarin fruit. Vertical bars indicate SE.
Figure options
Table 1.
Changes in stoma length during fruit development in Satsuma mandarin.
Fruit zone Days after full bloom
________________________________________
28 63 88 118 153 174 209
Stem end 13.98 ± 1.67 16.52 ± 1.13 16.71 ± 0.99 19.07 ± 0.23 19.38 ± 0.58 19.22 ± 0.93 20.23 ± 0.83
Equator 15.40 ± 0.63 16.14 ± 0.86 18.63 ± 0.74 18.63 ± 0.74 19.53 ± 0.93 19.38 ± 0.81 19.39 ± 0.88
Apex 15.31 ± 0.45 19.07 ± 3.21 19.27 ± 0.37 19.81 ± 0.43 21.09 ± 0.89 20.88 ± 0.42 21.35 ± 1.29
Values in the table are the mean length of stoma long axis (μm) ±SE.
Table options
Table 2.
Changes in collapsed stomata during fruit development in Satsuma madarin.
Fruit zone Days after full bloom
________________________________________
28 63 88 118 153 174 209
Stem end 4.9 3.1 25.9 35.7 33.3 58.8 89.5
Equator 3.4 11.2 15.4 20.0 66.7 84.2 71.4
Apex 5.6 5.9 25.9 22.0 81.8 77.8 83.3
Values in the table are % of collapsed stomata.
Table options
Fruit transpiration decreased during ontogeny from ∼6.5 (∼30 mm diameter fruit) to ∼1.9 mmol H2O m−2 s−1 (∼75 mm diameter fruit), and maintained constant levels thereafter (Fig. 2). The completely matured fruit still transpired at ∼1.9 mmol H2O m−2 s−1. During the fruit development, the rate did not match with stoma density but with stoma maturity and its intactness (Table 1 and Table 2).
Photosynthetic rate was compared between rind and leaf under different CO2 concentrations, from 50 to 1000 ppm (Fig. 3). Gross photosynthesis of rind increased with increasing CO2 until 500 ppm and decreased at higher concentrations, whereas leaf photosynthesis accelerated constantly depending on C

ผลลัพธ์ (ไทย) 1:

1. บทนำผลไม้สังเคราะห์ด้วยแสงเกิดขึ้นในกาแฟ ถั่ว ถั่วเหลือง อโวคาโด ส้ม และแอปเปิ้ล กิจกรรม photosynthetic ผลไม้กาแฟ (อาราบิก้า Coffea) น่าจะ ร่วม 20-30% ของการสังเคราะห์ด้วยแสงทั้งหมดของแผนภูมิ [1] ฝักของถั่ว (ลันเตา) และถั่วเหลือง (Glycine max) แสดงเฉพาะ CO2 อัน ชั้นนอกของฝักจับ CO2 จากบรรยากาศภายนอก และชั้นใน reassimilates CO2 ที่ปล่อยออกมาจากเมล็ด respiring ในช่องเท่านั้น [2] และ [3] ใน fleshy ผลไม้ แอปเปิ้ล (Malus pumila) สังเคราะห์ด้วยแสงได้ค่อนข้างดีศึกษา และแนวโน้มที่จะมีสถานะเป็นกลางระหว่างไม่-autotrophic, C3 และ C4/CAM สังเคราะห์ด้วยแสง [4] เมื่อเร็ว ๆ นี้ เรารายงานการเปลี่ยนแปลงตามฤดูกาลอัตรา photosynthetic Satsuma ผลไม้โรงแรมแมนดาริน และแนะนำว่า ผลไม้อาจมีสถานะระหว่างกลางระหว่าง C3 เนื้อเยื่อไม่ใช่ autotrophic และ C4/CAM สังเคราะห์ด้วยแสงในช่วงระยะกลางของการพัฒนาผลไม้ เนื่องจากมั่นใจเปิดใช้งาน phosphoenolpyruvate carboxylase (PEPC) และการสังเคราะห์ด้วยแสง [5] ออเร้นจ์ การศึกษาในการวิเคราะห์แสดงให้เห็นว่าการสังเคราะห์ด้วยแสง และอัตรา transpiration แนบ fruitlets [6], ในขณะที่ SEM ศึกษาเห็นหน้าที่ stomata และความหนาแน่นของพวกเขาใน fruitlets การพัฒนา ยังคงสีเขียว [7]ผลไม้เล็กมักถูกปกคลุม ด้วยถุงกระดาษ เพื่อป้องกันเชื้อรา แมลง และทางกายภาพความเสียหาย และส่งเสริมการพัฒนาสีผิวผลไม้ในสวนต้นไม้ผลไม้ญี่ปุ่นพาณิชย์ อย่างไรก็ตาม เย็บถุงมักออกเนื้อหาน้ำตาลที่เก็บเกี่ยว [8], [9] [10], และ และเราถือว่าปรากฏการณ์นี้เป็นการยับยั้งการสังเคราะห์ด้วยแสงของผลไม้และกิจกรรม PEPC ใน Satsuma แมนดาริน [5] อย่างไรก็ตาม ตัวเลขรายละเอียดบนผลไม้สังเคราะห์ด้วยแสงได้ชัดเจนเช่นทางเดินการแลกเปลี่ยนก๊าซและการตอบสนองต่อสภาพแวดล้อมที่แตกต่างกันเนื่องจากไล่ CO2 ขนาดใหญ่จากภายในสู่ภายนอกของผลไม้ [4]ในการศึกษานี้ แรก เรามีวัตถุประสงค์เพื่อสังเกตการพัฒนา stomata บนผิวผลไม้ และเกี่ยวข้องกับลักษณะที่ปรากฏการ transpiration ของ Satsuma แมนดาริน จากนั้น เราพยายามที่จะกำหนดผลตอบ photosynthetic CO2 ที่แตกต่างกันและระดับความหนาแน่นฟลักซ์ (PPFD) โฟตอน photosynthetic2. วัสดุและวิธีการ2.1. พืชวัสดุต้นไม้สาม fully-grown ของ Satsuma แมนดาริน (ส้ม unshiu มาร์คพันธุ์ Uenowase) ถูกใช้ในฟาร์มทดลองของมิเอะมหาวิทยาลัย ซู มิเอะ ญี่ปุ่น2.2. ปากใบสังเกตบนผลไม้ผลไม้ 3 มีตัวอย่างในช่วงเวลาประมาณ 1 เดือนและแคบ 3 ชิ้น (5 มม.ความยาว×กว้าง 5 มม.× 1 มม.ความหนา) ถูกเตรียมไว้ โดยใช้ใบมีดโกนจากผลไม้ apex เส้นศูนย์สูตร และก้านสิ้นสุดโซน ตามลำดับ ล่วงหน้าแล้วได้คงชิ้น มี 3% glutaraldehyde ใน 50 มม.ฟอสเฟตบัฟเฟอร์ (pH 7.0) ใน 24 h ภายหลังคง มีกรด osmic 1% สำหรับ 1 h และอบแห้งใน vacuo จุ่มลงใน isoamyl acetate สำหรับ 2 h ตัวอย่างที่แห้งในจุดสำคัญเครื่องเป่า ติดบนผู้สนับสนุนเป็นตัวอย่าง และเคลือบ ด้วยทอง 8 นาทีใน evaporator สิว ตัวอย่างถูกสังเกตภายใต้การสแกน microscopy อิเล็กตรอน (SEM) (S-4000 ของฮิตาชิ ญี่ปุ่น) และถ่ายภาพ การประเมินพัฒนาปากใบ แกนยาวของปากใบถูกวัดโดยใช้ stomata น้อย 20 ในแต่ละวันสุ่มตัวอย่าง เปอร์เซ็นต์ของปากใบยุบ (Fig. 1D) ยังคำนวณใช้ stomata น้อย 40 Fig. 1 ปากใบการสังเกต โดย SEM ใน Satsuma ผลไม้โรงแรมแมนดารินA:โซนห้องผลไม้ 28 DAFBB:เป็นโซมาประกอบด้วยฉาย domed และคู่รักษาเซลล์ DAFB 28 ในเขตเส้นศูนย์สูตรC:ปากใบการแสดงรอยแยกชัดเจนระหว่างสองรักษาเซลล์ DAFB 28 ในเขตเส้นศูนย์สูตรD: stalk โซนท้ายของผลไม้ 63 DAFB สังเกตปากใบอาจพัฒนา (d), ปากใบเหมือนเดิม (i), และปากใบยุบ (c), ตามลำดับE:มีปากใบ ด้วยยุบรักษาเซลล์ DAFB 153 ในโซนท้ายก้านF: ปากใบยุบการสะสมสารคล้ายขี้ผึ้งในหลุม 209 DAFB ที่ apex โซนตัวเลือกรูป2.3 การกำหนดอัตรา transpiration ผลไม้สามผลไม้ที่ใช้ในการกำหนดอัตรา transpiration ที่ 64, 102, 136, 160, 189 และ 218 วันหลังบาน (DAFB) เส้นผ่าศูนย์กลางผลไม้คือ ∼30, 45, 62, 75, 76 และ 73 มม.ตามลำดับ และผลไม้ที่มีสีเขียวถึง ∼120 DAFB ปิดผนึก ด้วย lanoline และวางลงในขวดแก้วทรงกระบอกตัดพื้นผิวของผลไม้ peduncle (× 11.5 ซม.เส้นผ่าศูนย์กลางภายใน 9 ซมสูง) ขวดถูกปกคลุม ด้วยฝาครอบพร้อมความชื้นเซ็นเซอร์ (Vaisala HM 141 ฟินแลนด์), irradiated กับ 76 μmol m−2 s−1 แสงจากโคมไฟฮาโลเจน (Sumita แสงแก้ว ไซตามะ ญี่ปุ่น), และเพิ่มความชื้นในขวดถูกบันทึกในช่วงเวลา 1 นาที เนื่องจากการเพิ่มขึ้นความชื้นลดลงหลังจาก 5 นาทีคณะทันตแพทยศาสตร์ในผลไม้หนุ่มหรือ 3 นาทีคณะทันตแพทยศาสตร์ในการพัฒนาผลไม้ รายการเชิงเส้นที่ใช้ในการกำหนดอัตรา transpiration อัตรา transpiration ในผลไม้แต่ละ และแสดงเป็น mmol H2O m−2 s−12.4 การผลไม้การสังเคราะห์ด้วยแสง CO2 ที่แตกต่างกันและระดับ PPFD ต่ำกำหนดผลไม้ที่ใช้สำหรับการกำหนดเครื่องตอบสนองแตกต่างความเข้มข้นของ CO2 และผลไม้ 114 94 DAFB DAFB ได้สำหรับ PPFD ต่ำแตกต่างกัน ตามลำดับ เนื่องจากผลไม้โรงแรมแมนดารินแสดงงานสังเคราะห์ด้วยแสงในระหว่างขั้นตอนเหล่านี้ตามรายงานก่อนหน้านี้ [5] มีวัดอัตราการสังเคราะห์ด้วยแสงและการหายใจ ด้วยออกซิเจนไฟฟ้าเครื่อง (พี่น้องอันดับ เคมบริดจ์ สหราชอาณาจักร) เสริม ด้วยโคมไฟฮาโลเจน (Sumita แสงแก้ว ไซตามะ ญี่ปุ่น) ก่อนหน้ารายงาน [5] สั้น ๆ แคบ 10 แผ่น (เส้นผ่าศูนย์กลาง 3 มิลลิเมตร) ได้จัดเตรียมห้องโซนผลไม้สามกับเนื้อเยื่อ albedo เอา นำไปแช่ใน 0.05 M ฟอสเฟตบัฟเฟอร์ (pH 7.0) สำหรับ 30 s และใส่ในถังอิเล็กโทรดกับ ml 3 สดฟอสเฟตบัฟเฟอร์ที่ 25 องศาเซลเซียส ความเข้มข้น CO2, 50 – 1000 ppm ถูกปรับปรุง โดยเพิ่มจำนวนแตกต่างกันของโซลูชัน NaHCO3 ในถังและ PPFD 135 μmol m−2 s−1 ให้มา ค่า pH ในถังได้ 7.0 ในขณะเดียวกัน PPFD จาก 2.7 การ 270 μmol m−2 s−1 ถูกควบคุม โดยการทำโคมไฟที่มีระยะห่างต่าง ๆ จากถังอิเล็กโทรดที่ประกอบด้วย 440 ppm CO2 เพิ่ม O2 (สังเคราะห์ด้วยแสงสุทธิ) ในบัฟเฟอร์ถูกบันทึกภายใต้สภาพแสงสำหรับ 15 นาที นั้น O2 ลดลง (หายใจ) ถูกวัดใน 10 นาทีภายใต้ความมืด โดยครอบคลุมถังอลูมิเนียมสามชั้นด้วย ก่อนใช้ บัฟเฟอร์มีเป็นฟอง ด้วยก๊าซ N2 สำหรับ 1 h และเก็บไว้ใน desiccator ที่ประกอบด้วย 2 M NaOH เอา CO2 อัตราการสังเคราะห์ด้วยแสงและการหายใจของใบที่วัดเป็นตัวควบคุม โดยการใช้ดิสก์ 10 (เส้นผ่าศูนย์กลาง 3 มิลลิเมตร) จากห้าใบในวันสุ่มตัวอย่างเดียวกัน ทดลองถูกทำซ้ำอย่างน้อย 3 ครั้ง และหมายถึง การนำเสนอค่า± SE2.5. สถิติวิเคราะห์วิเคราะห์ทางสถิติได้ดำเนินการสำหรับข้อมูลที่ได้รับ โดย น้อย ระยะสามในแต่ละการทดลองโดยใช้ Excel (รุ่น 12.3.2 Microsoft เรดมอนด์ WA) ข้อมูลมี SES ±หมายถึงแสดงวงเงินสินเชื่อ3. ผลลัพธ์Stomata ได้อยู่เหนือพื้นผิวของผลไม้ใน Satsuma แมนดาริน (Fig. 1A) ปากใบแต่ละถูกประกอบฉาย domed มีรูที่ด้านบน และคู่ของเซลล์รักษาถูกติดตั้งอยู่ภายในหลุม (Fig. 1B) Stomata หลายที่ดูเหมือน จะเหมือนเดิม morphologically ในผลไม้สาว เซลล์รักษาเหมือนเดิมและรอยแยกชัดเจนระหว่างถูกสังเกต (Fig. 1C) เมื่อคำนวณความหนาแน่นของปากใบ stomata mm−2 200-300 ได้ปัจจุบัน 28 (∼10 มม.เส้นผ่าศูนย์กลางผลไม้) และ DAFB 63 (∼30 มม.เส้นผ่าศูนย์กลางผลไม้), และก็สูงในผลไม้เขต apex และเส้นศูนย์สูตรกว่าเกิดโซนท้าย (Fig. 2) ความหนาแน่นลดลงทีละน้อยจนถึง 153 DAFB และรักษาระดับคงหลัง มีประมาณ 30 mm−2 ในโซนนั้น ๆ บนพื้นผิวของผลไม้หนุ่ม stomata หลายดูเหมือนจะ เป็น immature และยังคงพัฒนา (Fig. 1D, d) เมื่อตรวจสอบความยาวของแกนยาวของปากใบ มันเพิ่มขึ้นถึง 118 DAFB ในก้าน DAFB 88 ในเส้นศูนย์สูตรและ DAFB 63 ในโซนเอ ตามลำดับ และยังคง เกือบคงระดับหลังจากนั้น (ตารางที่ 1) บนมืออื่น ๆ stomata ยุบบางยังอยู่ในผลเดียวกัน (Fig. 1D, c) การถูกตรวจสอบแล้ว 28 DAFB และความถี่เพิ่มขึ้นช้า ๆ จนถึง 118 DAFB และ DAFB อย่างรวดเร็วถึง 153 (ตาราง 2) การเกิดขึ้นก่อนหน้านี้ที่โซนกระดูกของผลไม้ และครอบครองมากกว่า 80% ของ stomata ที่ในขั้นสุก ในปากใบการยุบ รักษาเซลล์ถูกทำลายในหลายกรณี (Fig. 1E), สุดท้าย ฉาย domed ยังยากจนลง และสารแว็กซี่ปรากฏพอกในหลุม (Fig. 1F) Fig. 2 การเปลี่ยนแปลงในอัตราความหนาแน่นและ transpiration ของปากใบใน Satsuma จีนกลางผลไม้ตามฤดูกาล แถบแนวตั้งระบุ SEตัวเลือกรูปตารางที่ 1 การเปลี่ยนแปลงความยาวของปากใบในระหว่างการพัฒนาผลไม้ในจีนกลาง Satsumaวันโซนผลไม้หลังจากบานเต็ม________________________________________ 28 63 88 118 153 174 209ก้านจบ 13.98 ± 1.67 16.52 1.13 16.71 ±± 0.99 19.07 ± 0.23 19.38 ± 0.58 19.22 ± 0.93 20.23 ± 0.83อิเควเตอร์ 15.40 ± 0.63 16.14 ± 0.86 18.63 0.74 18.63 ±± 0.74 19.53 ± 0.93 19.38 0.81 19.39 ±± 0.88เอเพ็กซ์ 15.31 ± 0.45 19.07 3.21 19.27 ±± 0.37 19.81 ± 0.43 21.09 ± 0.89 20.88 ± 0.42 21.35 ± 1.29ค่าในตารางมีความยาวเฉลี่ยของปากใบแกนยาว (μm) ±SEตัวเลือกตารางตารางที่ 2 การเปลี่ยนแปลงใน stomata ยุบในระหว่างการพัฒนาผลไม้ใน Satsuma madarinวันโซนผลไม้หลังจากบานเต็ม________________________________________ 28 63 88 118 153 174 209ปลายก้าน 4.9 3.1 25.9 35.7 33.3 58.8 89.5อิเควเตอร์ 3.4 11.2 15.4 20.0 66.7 84.2 71.4เอเพ็กซ์ 5.6 5.9 25.9 22.0 81.8 77.8 83.3ค่าในตารางเป็น%ของ stomata ยุบตัวเลือกตารางTranspiration ผลไม้ลดลงระหว่าง ontogeny จาก ∼6.5 (∼30 มม.เส้นผ่าศูนย์กลางผลไม้) กับ mmol ∼1.9 H2O m−2 s−1 (∼75 มม.เส้นผ่าศูนย์กลางผลไม้), และรักษาเฉพาะระดับคงหลังจากนั้น (Fig. 2) ผลไม้ทั้งหมด matured ยัง transpired ที่ ∼1.9 mmol H2O m−2 s−1 ในระหว่างการพัฒนาผลไม้ อัตราไม่ตรง กับความหนาแน่นของปากใบ แต่ครบกำหนดปากใบและการ intactness (ตารางที่ 1 และตารางที่ 2)อัตรา photosynthetic ถูกเปรียบเทียบระหว่างแคบและใบไม้ภายใต้อื่น CO2 ความเข้มข้น จาก 50 ถึง 1000 ppm (Fig. 3) การสังเคราะห์ด้วยแสงรวมของแคบขึ้น ด้วยการเพิ่ม CO2 จนถึง 500 ppm และลดลงที่ความเข้มข้นสูง ในขณะที่การสังเคราะห์ด้วยแสงของใบเร่งตลอดเวลาขึ้นอยู่กับ C

ผลลัพธ์ (ไทย) 2:

1.
บทนำการสังเคราะห์แสงเกิดขึ้นในผลไม้กาแฟถั่ว, ถั่วเหลือง, อะโวคาโด, สีส้มและแอปเปิ้ กิจกรรมการสังเคราะห์แสงของผลไม้กาแฟ (กาแฟอาราบิก้า) ดูเหมือนว่าจะมีส่วนร่วมใน 20-30% ของการสังเคราะห์แสงรวมของต้นไม้ [1] ฝักของถั่ว (pisum sativum) และถั่วเหลือง (Glycine สูงสุด) แสดงการดูดซึม CO2 ที่ไม่ซ้ำกัน; ชั้นนอกของฝักจับ CO2 จากบรรยากาศภายนอกและชั้นใน reassimilates CO2 ที่ปล่อยออกมาจากเมล็ดหายใจในช่องฝัก [2] และ [3] ในผลไม้เนื้อแอปเปิ้ล (Malus pumila) สังเคราะห์มีการศึกษาค่อนข้างดีและมีแนวโน้มที่จะมีสถานะกลางระหว่างที่ไม่ autotrophic, C3 และ C4 / CAM สังเคราะห์ [4] เมื่อเร็ว ๆ นี้ที่เรารายงานการเปลี่ยนแปลงตามฤดูกาลในอัตราการสังเคราะห์แสงในผลไม้ส้มแมนดาริน Satsuma และชี้ให้เห็นว่าผลไม้อาจมีสถานะเป็นสื่อกลางในหมู่ C3 เนื้อเยื่อที่ไม่ autotrophic และสังเคราะห์ C4 / CAM ในระหว่างขั้นตอนกลางของการพัฒนาผลไม้เพราะการเปิดใช้งานไปด้วยกันของคาร์บอกซิ phosphoenolpyruvate ( PEPC) และการสังเคราะห์แสง [5] สีส้มศึกษาในแหล่งกำเนิดแสดงให้เห็นว่าอัตราการสังเคราะห์แสงและการคาย fruitlets แนบ [6] ในขณะที่การศึกษา SEM แสดงให้เห็นว่าปากใบการทำงานและความหนาแน่นของพวกเขาในการพัฒนายังคง fruitlets สีเขียว [7].
ผลไม้ที่หนุ่มสาวมักจะถูกปกคลุมไปด้วยถุงกระดาษเพื่อป้องกันไม่ให้ เชื้อราแมลงและความเสียหายทางกายภาพและเพื่อส่งเสริมการพัฒนาสีบนผิวของผลไม้ในเชิงพาณิชย์ของญี่ปุ่นผลไม้สวนต้นไม้ แต่มักจะห่อช่วยลดปริมาณน้ำตาลที่เก็บเกี่ยว [8] [9] และ [10] และเราถือว่าเป็นปรากฏการณ์นี้เป็นยับยั้งการสังเคราะห์ผลไม้และกิจกรรม PEPC ในแมนดาริน Satsuma [5] อย่างไรก็ตามตัวเลขรายละเอียดเกี่ยวกับการสังเคราะห์ผลไม้ที่มีความชัดเจนเช่นการเดินการแลกเปลี่ยนก๊าซและการตอบสนองต่อสภาพแวดล้อมที่แตกต่างกันเนื่องจากการไล่ระดับสี CO2 ขนาดใหญ่จากภายในสู่ภายนอกของผลไม้ [4].
ในการศึกษาครั้งนี้เป็นครั้งแรกที่เรามีวัตถุประสงค์เพื่อสังเกตปากใบ การพัฒนาบนพื้นผิวผลไม้และความสัมพันธ์ลักษณะของพวกเขาที่จะคายของส้มแมนดาริน Satsuma จากนั้นเราจะพยายามที่จะตรวจสอบการตอบสนองการสังเคราะห์แสงของผลไม้ที่จะ CO2 ที่แตกต่างกันและความหนาแน่นของของเหลวสังเคราะห์แสงโฟตอน (PPFD) ระดับ.
2 วัสดุและวิธีการ
2.1 วัสดุพืชสามต้นไม้ที่ปลูกอย่างเต็มที่ของส้มแมนดารินซัทซุ (Citrus unshiu มาร์ค. พันธุ์. Uenowase) ถูกนำมาใช้ในฟาร์มทดลองของมิเอะมหาวิทยาลัยซึมิเอะประเทศญี่ปุ่น. 2.2 สังเกตปากผลไม้สามผลไม้ที่ได้รับการทดลองที่เกี่ยวกับช่วงเวลา 1 เดือนและ 3 ชิ้นเปลือก (5 มิลลิเมตรความยาว× 5 มมความกว้าง× 1 มมหนา) ได้รับการจัดทำขึ้นโดยใช้ใบมีดโกนยอดจากผลไม้และลำต้นเส้นศูนย์สูตรโซนท้ายตามลำดับ ชิ้นส่วนที่ถูกแล้วก่อนคงมี glutaraldehyde 3% ใน 50 มิลลิฟอสเฟตบัฟเฟอร์ (pH 7.0) เป็นเวลา 24 ชั่วโมงหลังการแก้ไขด้วย 1% กรด osmic เป็นเวลา 1 ชั่วโมงและแห้งในสุญญากาศ ตัวอย่างจุ่มลงในอะซิเตท isoamyl เวลา 2 ชั่วโมงแห้งในเครื่องเป่าจุดสำคัญติดตั้งอยู่บนสนับสนุนตัวอย่างและเคลือบด้วยทองเป็นเวลา 8 นาทีในการระเหยสูญญากาศ กลุ่มตัวอย่างที่ถูกตั้งข้อสังเกตภายใต้กล้องจุลทรรศน์อิเล็กตรอนแบบส่องกราด (SEM) (ฮิตาชิ S-4000, ญี่ปุ่น) และถ่ายภาพ เพื่อประเมินการพัฒนาปากแกนยาวของปากที่ถูกวัดโดยใช้เวลาอย่างน้อย 20 ปากใบทุกวันที่ในการสุ่มตัวอย่าง ร้อยละของปากยุบ (รูป. 1D) ที่คำนวณได้ยังมีการใช้อย่างน้อย 40 ปาก. รูป 1. ปากการสังเกตโดย SEM ผลไม้ส้มแมนดาริน Satsuma. A: เขตเส้นศูนย์สูตรของผลไม้ 28 DAFB. B: เป็นโสมประกอบไปด้วยการฉายโดมและคู่ของเซลล์ยาม 28 DAFB ที่เขตเส้นศูนย์สูตร. C: เป็นปากแสดงรอยแยกชัดเจน ระหว่างสองเซลล์ยาม 28 DAFB ที่เขตเส้นศูนย์สูตร. D: ก้านโซนท้ายของผลไม้ 63 DAFB หมายเหตุอาจพัฒนาปาก (ง) เหมือนเดิมปาก (i) และทรุดตัวลงปาก (ค) ตามลำดับ. E: เป็นปากกับเซลล์ยามยุบ 153 DAFB ที่บริเวณปลายก้าน. F: เป็นปากยุบสารสะสมขี้ผึ้งเหมือนใน หลุม 209 DAFB โซนปลาย. เลือกรูปที่2.3 การกำหนดอัตราการคายผลไม้สามผลไม้ที่ถูกนำมาใช้ในการกำหนดอัตราการคายที่ 64, 102, 136, 160, 189 และ 218 วันหลังดอกบานเต็มรูปแบบ (DAFB) เส้นผ่าศูนย์กลางผลไม้เป็น ~30, 45, 62, 75, 76 และ 73 มิลลิเมตรตามลำดับและผลไม้สีเขียวถึง ~120 DAFB พื้นผิวที่ตัดดอกผลไม้ที่ถูกปิดผนึกด้วย lanoline และวางลงในขวดแก้วทรงกระบอก (11.5 ซม. เส้นผ่าศูนย์กลางภายใน× 9 ซม. สูง) ขวดที่ถูกปกคลุมด้วยหมวกพร้อมกับเซ็นเซอร์ความชื้น (Vaisala HM 141, ฟินแลนด์), การฉายรังสี 76 ไมโครโมลของ m-2 s-1 แสงที่จัดทำโดยหลอดฮาโลเจน (Sumita Optical Glass, ไซตามะ, ญี่ปุ่น) และการเพิ่มความชื้นในขวด ถูกบันทึกไว้ ณ วันที่ 1 ช่วงเวลานาที เนื่องจากการเพิ่มขึ้นของความชื้นลดลงหลังจาก 5 นาทีในการบ่มผลไม้ที่หนุ่มสาวหรือ 3 นาทีในการบ่มผลไม้ที่ได้รับการพัฒนาสายเชิงเส้นเริ่มต้นถูกนำมาใช้ในการกำหนดอัตราการคาย อัตราการคายวัดในแต่ละผลไม้และแสดงเป็นมิลลิโมล H2O ม-2 s-1. 2.4 ความมุ่งมั่นของการสังเคราะห์ผลไม้ภายใต้ CO2 ที่แตกต่างกันและระดับ PPFD ต่ำผลไม้94 DAFB ถูกนำมาใช้ในการพิจารณาในการเพาะเลี้ยงเนื้อเยื่อเพื่อตอบสนองต่อความเข้มข้นของ CO2 ที่แตกต่างกันและผลไม้ 114 DAFB ได้สำหรับ PPFD ต่ำที่แตกต่างกันตามลำดับเนื่องจากผลไม้ส้มแมนดารินแสดงการสังเคราะห์แสงที่ใช้งานในระหว่างขั้นตอนเหล่านี้เป็น รายงานก่อนหน้านี้ [5] การสังเคราะห์แสงและอัตราการหายใจถูกวัดโดยเครื่องมืออิเลคโทรออกซิเจน (บราเดอร์อันดับเคมบริดจ์สหราชอาณาจักร) เสริมด้วยหลอดฮาโลเจน (Sumita Optical Glass, ไซตามะ, ญี่ปุ่น) ขณะที่รายงานก่อนหน้านี้ [5] สั้น ๆ , 10 แผ่นเปลือก (3 มิลลิเมตร) ที่เตรียมจากเขตเส้นศูนย์สูตรในสามของผลไม้ที่มีเนื้อเยื่อที่อัลเบโด้ออกแช่ใน 0.05 M ฟอสเฟตบัฟเฟอร์ (pH 7.0) เป็นเวลา 30 วินาทีและวางไว้ในถังอิเล็กโทรดที่มี 3 มิลลิลิตรฟอสเฟตสด บัฟเฟอร์ที่ 25 ° C ความเข้มข้นของ CO2, 50-1000 ppm ถูกปรับโดยการเพิ่มจำนวนเงินที่แตกต่างกันของการแก้ปัญหา NaHCO3 ลงในถังและ PPFD 135 ไมโครโมลของ m-2 s-1 ที่จัด ค่า pH ในถังเป็น 7.0 ในขณะเดียวกัน PPFD, 2.7-270 ไมโครโมลของ m-2 s-1 ถูกควบคุมโดยการวางโคมไฟที่ระยะทางต่างๆจากถังอิเล็กโทรดที่มี CO2 440 ppm การเพิ่มขึ้นของ O2 (สังเคราะห์แสงสุทธิ) ในบัฟเฟอร์ถูกบันทึกไว้ภายใต้สภาพแสงนาน 15 นาทีแล้วลดลง O2 (หายใจ) วัดเป็นเวลา 10 นาทีภายใต้ความมืดโดยครอบคลุมรถถังที่มีสามชั้นของอลูมิเนียม ก่อนที่จะใช้บัฟเฟอร์ที่ได้รับการฟองก๊าซ N2 เป็นเวลา 1 ชั่วโมงและเก็บไว้ในเดซิมี 2 M NaOH จะลบ CO2 การสังเคราะห์ใบและอัตราการหายใจถูกวัดยังเป็นที่ควบคุมโดยใช้ 10 แผ่น (3 มิลลิเมตร) จากห้าใบ ณ วันที่สุ่มตัวอย่างเดียวกัน การทดลองซ้ำแล้วซ้ำอีกอย่างน้อย 3 ครั้งและค่าเฉลี่ย± SE ถูกนำเสนอ. 2.5 การวิเคราะห์ทางสถิติการวิเคราะห์ทางสถิติได้ดำเนินการข้อมูลที่ได้จากอย่างน้อยสามซ้ำในการทดลองแต่ละโดยใช้ Excel (เวอร์ชั่น 12.3.2; ไมโครซอฟท์เรดมอนด์, วอชิงตัน) ข้อมูลแสดงความหมายถึง± SES นอกจากที่ระบุ. 3 ผลลัพธ์ปากใบอยู่ในปัจจุบันบนพื้นผิวผลไม้ในซัทซุส้มแมนดาริน (รูป. 1A) ปากแต่ละคนประกอบไปด้วยการฉายโดมมีรูที่ด้านบนและคู่ของเซลล์ยามที่ถูกติดตั้งภายในหลุม (รูป. 1B) ปากใบหลายคนดูเหมือนจะมีสัณฐานเหมือนเดิมในผลไม้หนุ่ม เซลล์ยามเหมือนเดิมและรอยแยกชัดเจนระหว่างพวกเขาถูกตั้งข้อสังเกต (รูป. 1C) เมื่อความหนาแน่นของปากที่คำนวณได้ 200-300 มิลลิเมตร-2 ปากใบอยู่ในปัจจุบันระหว่างวันที่ 28 (~ 10 มมผลไม้เส้นผ่าศูนย์กลาง) และ 63 DAFB (~30 มมผลไม้เส้นผ่าศูนย์กลาง) และมันก็เป็นยอดที่สูงขึ้นในผลไม้และเขตเส้นศูนย์สูตรกว่าโซนท้ายต้นกำเนิด (รูปที่. 2) ความหนาแน่นลดลงจนค่อยๆ 153 DAFB และรักษาระดับคงที่หลังจากนั้นมีประมาณ 30 มิลลิเมตร-2, โซนที่เกี่ยวข้อง บนพื้นผิวผลไม้ที่หนุ่มสาวหลายปากที่ดูเหมือนจะยังไม่บรรลุนิติภาวะและยังคงพัฒนา (รูป. 1D, D) เมื่อความยาวของปากแกนยาวได้รับการตรวจสอบก็เพิ่มขึ้นถึง 118 DAFB ในที่สุดก้าน 88 DAFB ในเส้นศูนย์สูตรและ 63 DAFB ในเขตปลายตามลำดับและยังคงอยู่ในระดับเกือบคงที่หลังจากนั้น (ตารางที่ 1) ในทางกลับกันบางทรุดปากใบนี้ยังมีอยู่ในผลไม้ที่เหมือนกัน (รูป. 1D ค) การล่มสลายก็สังเกตเห็นแล้ว 28 DAFB และความถี่เพิ่มขึ้นอย่างช้า ๆ จนถึง 118 DAFB อย่างรวดเร็วถึง 153 DAFB (ตารางที่ 2) การล่มสลายที่เกิดขึ้นก่อนหน้านี้ที่โซนปลายของผลไม้และครอบครองกว่า 80% ของปากใบในขั้นตอนที่เป็นผู้ใหญ่ ในปากยุบเซลล์ยามที่ถูกทำลายในหลายกรณี (รูป. 1E) และสุดท้ายการฉายโดมยังยากจนลงและสารข้าวเหนียวปรากฏที่จะสะสมในหลุม (รูป. 1F). รูป 2. การเปลี่ยนแปลงตามฤดูกาลในความหนาแน่นของปากและอัตราการคายในผลไม้ส้มแมนดาริน Satsuma แถบแนวตั้งแสดงให้เห็น SE. รูปที่ตัวเลือกตารางที่ 1 การเปลี่ยนแปลงในความยาวปากในระหว่างการพัฒนาผลไม้ส้มแมนดาริน Satsuma. วันโซนผลไม้หลังบานเต็ม________________________________________ 28 63 88 118 153 174 209 ปลายต้นกำเนิด 13.98 ± 1.67 16.52 ± 1.13 16.71 ± 0.99 19.07 ± 0.23 19.38 ± 0.58 19.22 ± 0.93 20.23 ± 0.83 เส้นศูนย์สูตร 15.40 ± 0.63 16.14 ± 0.86 18.63 ± 0.74 18.63 ± 0.74 19.53 ± 0.93 19.38 ± 0.81 19.39 ± 0.88 เอเพ็กซ์ 15.31 ± 0.45 19.07 ± 3.21 19.27 ± 0.37 19.81 ± 0.43 21.09 ± 0.89 20.88 ± 0.42 21.35 ± 1.29 ค่าในตารางที่มีความยาวเฉลี่ยของปากแกนยาว (ไมครอน) ± SE. ตารางเลือกตารางที่ 2 การเปลี่ยนแปลงในปากยุบในระหว่างการพัฒนาผลไม้ใน Satsuma madarin. วันโซนผลไม้หลังบานเต็ม________________________________________ 28 63 88 118 153 174 209 ต้นกำเนิดท้าย 4.9 3.1 25.9 35.7 33.3 58.8 89.5 เส้นศูนย์สูตร 3.4 11.2 15.4 20.0 66.7 84.2 71.4 เอเพ็กซ์ 5.6 5.9 25.9 22.0 81.8 77.8 83.3 ค่าในตารางเป็น% ของปากใบทรุด. ตัวเลือกตารางการคายผลไม้ลดลงในช่วง ontogeny จาก ~6.5 (~30 มิลลิเมตร ผลไม้) เพื่อ ~1.9 มิลลิโมล H2O ม-2 s-1 (มม ~75 ผลไม้เส้นผ่าศูนย์กลาง) และการบำรุงรักษาระดับคงที่หลังจากนั้น (รูปที่ 2) transpired ผลไม้สุกสมบูรณ์ยังคงอยู่ที่ ~1.9 มิลลิโมล H2O ม-2 s-1 ในระหว่างการพัฒนาผลไม้ที่อัตราไม่ตรงกับที่มีความหนาแน่นปาก แต่มีครบกําหนดปากและ intactness ของ (ตารางที่ 1 และตารางที่ 2). อัตราการสังเคราะห์แสงได้รับการเปรียบเทียบระหว่างเปลือกและใบภายใต้ความเข้มข้นของ CO2 ที่แตกต่างกัน 50-1000 ppm (รูปที่ 3. ) การสังเคราะห์แสงขั้นต้นของเปลือกเพิ่มขึ้นด้วย CO2 เพิ่มขึ้นจนถึง 500 ppm และลดลงที่ระดับความเข้มข้นที่สูงขึ้นในขณะที่การสังเคราะห์แสงใบเร่งอย่างต่อเนื่องขึ้นอยู่กับ C

ผลลัพธ์ (ไทย) 3:

1 . บทนำ
ผลไม้การสังเคราะห์แสงเกิดขึ้นในกาแฟ , ถั่ว , ถั่ว , อะโวคาโด , ส้ม และแอปเปิ้ล กิจกรรมการสังเคราะห์แสงของกาแฟ ( อาราบิก้าผลไม้ coffea ) น่าจะร่วม 20 – 30 % ของการสังเคราะห์แสงของต้นไม้ทั้งหมด [ 1 ] ฝักของถั่ว ( pisum sativum ) และถั่วเหลือง ( Glycine max ) แสดงเฉพาะ CO2 สูง ;ชั้นนอกของฝักดักจับ CO2 จากบรรยากาศภายนอกและชั้นใน reassimilates CO2 ที่ปล่อยออกมาจากเมล็ดในฝัก respiring โพรง [ 2 ] และ [ 3 ] ในผลไม้สด แอปเปิ้ล ( มารุ pumila ) แสงค่อนข้างดี และน่าจะมีการศึกษาสถานภาพระหว่างกลางไม่โตโทรฟ , C3 และ C4 / CAM สังเคราะห์แสง [ 4 ] เมื่อเร็วๆ นี้เรารายงานการเปลี่ยนแปลงตามฤดูกาลในอัตราการสังเคราะห์แสงในซัทซูมาแมนดารินผลไม้และพบว่าผลไม้อาจมีสถานะเป็นสื่อกลางระหว่าง C3 และ C4 ไม่โตโทรฟเนื้อเยื่อ / CAM สังเคราะห์แสง ในระหว่างขั้นตอนของการพัฒนาของผล เพราะการเกิดของฟอสโฟอีนอลไพรูเวตอวัยวะสืบพันธุ์ ( pepc ) และการสังเคราะห์ด้วยแสง [ 5 ] สีส้มควบคู่การศึกษาที่แสดงให้เห็นว่าอัตราการสังเคราะห์แสงและการคายน้ำแนบ fruitlets [ 6 ] , ในขณะที่ SEM ศึกษาพบใบหน้าที่และความหนาแน่นของพวกเขาในการพัฒนา สีเขียวยัง fruitlets [ 7 ] .
ผลไม้ที่เด็กมักจะถูกปกคลุมด้วยกระดาษถุงเพื่อป้องกันเชื้อรา แมลง และความเสียหายทางกายภาพ และส่งเสริมการพัฒนาสีบนผิวผลไม้ในญี่ปุ่น ผลไม้เชิงพาณิชย์สวนต้นไม้อย่างไรก็ตาม ถุงมักจะลดน้ำตาลในการเก็บเกี่ยว [ 8 ] , [ 9 ] และ [ 10 ] และเราพิจารณาปรากฏการณ์นี้เป็นสารสกัดจากผลไม้และ pepc กิจกรรมการสังเคราะห์แสงในซัทซูมาแมนดาริน [ 5 ] อย่างไรก็ตามตัวเลขรายละเอียดในการสังเคราะห์แสงของผลไม้ชัดเจนเช่นเส้นทางการแลกเปลี่ยนก๊าซ และการตอบสนองต่อสภาพแวดล้อมที่แตกต่างกันเนื่องจากการขนาดใหญ่ ไล่ระดับ CO2 จากภายในสู่ภายนอกของผลไม้ [ 4 ] .
ในการศึกษาแรกนี้ เรามีวัตถุประสงค์เพื่อสังเกตการพัฒนาจำนวนบนผิวผลไม้และเกี่ยวข้องกับลักษณะที่ปรากฏของพวกเขากับการคายน้ำของส้มซัทซูมา . จากนั้น