2.3. Determination of in vitro anti

2.3. Determination of in vitro antioxidant activity of crude
extract
2.3.1. Inhibition of lipid peroxidation induced by the Fe2+/citrate system
Total lipid peroxidation in serum was determined by measuring thiobarbituric
acid reactive substances (TBARS), following the fluorescence
method described by Yagi (1998), using 515 nm and 553 nm as excitation
and emission wavelengths, respectively. Briefly, 250 ll of pooled serum was
added to a reaction mixture containing 125 mmol/l KCl and 50 mmol/l
Hepes-KOH (pH 7.4), and incubated at 37 C, for 6 h without addition of
extract (control), or in presence of 2.5 and 5.0% (w/v) of extract, respectively,
added 5 min prior to the beginning of the oxidation reaction. Peroxidation
was induced by adding 50 lmol/l Fe(NH4)2(SO4)2/2 mmol/l
sodium citrate. Forty microlitre were taken at zero time and every 1-h from
the incubation mixture. Lipids and proteins were precipitated by the
addition of 12 N H2SO4 and 10% (w/v) phosphotungstic, and centrifuged
at 1900g for 10 min. The pellet was resuspended in water and 1% (w/v)
thiobarbituric acid. The reaction mixture was kept at 95 C for 1 h, cooled,
and the reaction product extracted with butanol and measured in a Hitachi
F4500 fluorimeter, using tetramethoxypropane as a standard. The results
were obtained from three different experiments performed in triplicate.
2.3.2. 2,2-Diphenyl-1-picrylhydrazyl (DPPH) assay
Different concentrations of the extract were measured for hydrogen
donating or radical scavenging ability, using the stable radical 2,
2-diphenyl-1-picrylhydrazyl (DPPH), according to Parejo et al. (2002).
The reaction mixture containing 1.5 ml of a DPPH methanolic solution
(0.2 mg/ml) plus 0.75 ml of the crude extract at different concentrations
(methanol for the control) was incubated at 37 C for 20 min,
and the absorbance was measured spectrophotometrically at 517 nm.
The percent of DPPH discoloration of the sample was then calculated.
Butylated hydroxytoluene (BHT, 1 mg/dl) was used as a positive
control.
2.4. Experimental animals and diets
Twenty-four Golden Syrian male hamsters weighing between 100
and 130 g were randomly divided into four groups, and acclimatized
for two weeks in colony cages (six hamsters per cage), at 25 ± 2 C and
under a 12-h light:dark cycle. Group 1 was fed with a standard diet
(normal control), group 2 was fed with a standard diet and tamarind
extract, group 3 was fed with a standard diet plus 1% cholesterol
(hypercholesterolemic control), and group 4 was fed with a standard diet
plus 1% cholesterol and tamarind extract. Food and liquid intakes were
monitored daily in all groups. The water in groups 2 and 4 was replaced by
5% tamarind extract after complete resuspension in water, for a period of
10 weeks.
The dose of T. indica used in this study (5%) was chosen based on a
concentration–response study, which determined the antioxidant activity
of the extract regarding the lipid peroxidation process. Also, 5% concentration
is the concentration usually present in juice consumed by the
human population.
2.5. Measurement of body weight and biochemical parameters
Animals were anesthetized using a CO2 chamber and the blood
samples obtained by cardiac puncture; the body weight of each hamster
was determined prior and after treatment. AST, ALT, glucose, serum total
cholesterol, high-density lipoprotein (HDL) cholesterol, and triglyceride
levels from each animal were determined in triplicate using an Abbott VP
Super System Autoanalyser (Abbott, Irving, TX) in conjunction with
commercial enzymatic kits (Labtest, Montes Claros, MG, Brazil). Measurement
of HDL cholesterol in serum was carried out after precipitation
of apo-B containing lipoproteins, with dextran sulfate and magnesium
chloride (Warnick et al., 1982). Results were expressed as non-HDL
(VLDL + IDL + LDL) cholesterol instead of LDL cholesterol, because
the Friedewald equation (Friedewald et al., 1972) is not applicable to
hamsters. Thus, the concentration of lipoprotein (non-HDL) cholesterol
was calculated by subtracting HDL cholesterol concentrations from total
serum cholesterol.
2.6. Preparation of tissue samples
Livers were rapidly removed, washed in cold 0.15 mol/l NaCl solution,
blotted onto filter paper, weighed and homogenized in 9 ml ice-cold
potassium phosphate buffer. After homogenization in Potter–Elvehjen, the
homogenates were centrifuged at 13,000g for 4 min at 4 C and the
supernatant assayed.

ผลลัพธ์ (ไทย) 3:

2.3 การหาปริมาณสารต้านอนุมูลอิสระของดิบสารสกัด2.3.1 . ยับยั้งการเกิด lipid peroxidation ที่เกิดจากระบบ fe2 + / ซิเตรตlipid peroxidation รวมในซีรั่มถูกกำหนดโดยการวัดเท่ากับกรดเป็นสารเรืองแสง ( ปกติ ) ดังต่อไปนี้วิธีที่อธิบายโดยยากิ ( 1998 ) , ใช้ 515 nm และ 553 nm โดยกระตุ้นและการปล่อยความยาวคลื่น ตามลำดับ สั้น ๆ , รวม 250 จะเป็นเซรั่มเพิ่มปฏิกิริยาผสมที่ประกอบด้วย 125 มิลลิโมล / ลิตรปริมาณ 50 มิลลิโมล / ลิตรฮีเปสเกาะ ( pH 7.4 ) บ่มที่ 37 องศาเซลเซียสเป็นเวลา 6 ชั่วโมง โดยเพิ่มสารสกัด ( ควบคุม ) หรือในการปรากฏตัวของ 2.5 และ 5.0 เปอร์เซ็นต์ ( น้ำหนัก / ปริมาตร ) สารสกัด ตามลำดับเพิ่ม 5 นาทีก่อนที่จะเริ่มต้นของปฏิกิริยาออกซิเดชัน . -คือการเพิ่ม 50 lmol / L Fe ( NH4 ) 2 ( ปา ) 2 / 2 มิลลิโมล / ลิตรโซเดียมซิเตรท สี่สิบไมโครลิตรถ่ายที่ศูนย์ และทุก 1-h จากบ่มส่วนผสม ไขมันและโปรตีนที่ตกตะกอนด้วยคือเพิ่ม 12 N กรดซัลฟิวริกและ 10% ( w / v ) phosphotungstic ไฟฟ้า ,ที่ 1900g เป็นเวลา 10 นาทีในน้ำ และเป็นเม็ด resuspended 1% ( w / v )เท่ากับกรด ปฏิกิริยาที่ผสมไว้ที่ 95 องศาเซลเซียสเป็นเวลา 1 ชั่วโมง เย็นลงและผลิตภัณฑ์ปฏิกิริยาสกัดด้วยบิวทานอล และวัดใน ฮิตาชิf4500 fluorimeter โดยใช้ tetramethoxypropane เป็นมาตรฐาน ผลลัพธ์ที่ได้จากการทดลองที่แตกต่างกันสามทั้งสามใบ2.3.2 . 2,2-diphenyl-1-picrylhydrazyl ( dpph ) การทดสอบระดับความเข้มข้นของสารสกัดวัดไฮโดรเจนบริจาค หรือความสามารถในการเป็นตัวเร่งปฏิกิริยาที่ใช้มีเสถียรภาพที่รุนแรง 22-diphenyl-1-picrylhydrazyl ( dpph ) ตาม parejo et al . ( 2002 )ปฏิกิริยาผสมที่ประกอบด้วย 1.5 มิลลิลิตรของสารละลายเมทานอล dpph( 0.2 mg / ml ) บวก 0.75 มิลลิลิตรสกัดที่ความเข้มข้นต่าง ๆ( เมทานอลเพื่อควบคุม ) คือบ่มที่ 37 องศาเซลเซียสเป็นเวลา 20 นาทีและค่าวัดนี้ที่ 517 nm .ร้อยละของ dpph กระของตัวอย่างแล้วคำนวณ .จักรภพ ( บาท 1 มก. / ดล. ) ถูกใช้เป็นบวกควบคุม2.4 . สัตว์ทดลอง และ อาหารยี่สิบสี่ทองหนักระหว่าง 100 แฮมสเตอร์ซีเรีย ชายและ 130 กรัม แบ่งเป็นกลุ่ม 4 กลุ่ม และปรับสภาพเป็นเวลาสองสัปดาห์ในกรง ( กรงแฮมสเตอร์ต่อหมู่ 6 ) , 25 ± 2 องศาเซลเซียสภายใต้ 12-h แสง วงจรของความมืด กลุ่มที่ 1 เลี้ยงด้วยอาหารมาตรฐาน( การควบคุมปกติ ) กลุ่มทดลองที่ 2 ได้รับอาหารมาตรฐาน และมะขามสารสกัด , กลุ่มที่ 3 ถูกเลี้ยงด้วยอาหารมาตรฐานบวก 1% คอเลสเตอรอล( การควบคุมทำได้ ) และกลุ่มที่ 4 คือ เลี้ยงด้วยอาหารมาตรฐานบวก 1% คอเลสเตอรอลและสารสกัดมะขาม . อาหารและอาหารเหลวคือตรวจสอบทุกวันในทุกกลุ่ม น้ำในกลุ่ม 2 และ 4 แทน5% สารสกัดมะขาม หลัง resuspension สมบูรณ์ในน้ำ สำหรับรอบระยะเวลา10 สัปดาห์ปริมาณของ ที จากที่ใช้ในการศึกษา ( ร้อยละ 5 ) ถูกเลือกขึ้นอยู่กับการศึกษาการตอบสนองของงานซึ่งกำหนดสารต้านอนุมูลอิสระสารสกัดเกี่ยวกับการเกิด lipid peroxidation ในกระบวนการ และเพิ่มความเข้มข้นเป็นสมาธิที่มักจะอยู่ในน้ำบริโภคโดยประชากรมนุษย์2.5 การวัดน้ำหนักและพารามิเตอร์ทางชีวเคมีสัตว์ถูกวางยาสลบโดยใช้ห้อง CO2 และเลือดตัวอย่างที่ได้จากการเจาะหัวใจ ; น้ำหนักแต่ละแฮมสเตอร์ตั้งใจว่าก่อนและหลังการรักษา AST , ALT , กลูโคส , เซรั่มทั้งหมดคอเลสเตอรอลไลโปโปรตีนความหนาแน่นสูง ( HDL ) คอเลสเตอรอล และไตรกลีเซอร์ไรด์ระดับจากสัตว์แต่ละตัวอย่างทั้งสามใบใช้แอ๊บบอตฯautoanalyser ระบบซูเปอร์ ( Abbott , เออร์วิง , เท็กซัส ) ร่วมกับโฆษณาชุด ( labtest เญินคลารอส , เอนไซม์ , Mg , บราซิล ) การวัดของคอเลสเตอรอล HDL ในเลือดพบว่าหลังจากการตกตะกอนของ apo-b ที่มีไลโปโปรตีนที่มีซัลเฟต Dextran และแมกนีเซียมคลอไรด์ ( วอร์นิก et al . , 1982 ) ผลลัพธ์ที่ได้แสดงเป็นไม่ได้ต่อไป( VLDL + IDL + LDL คอเลสเตอรอล คอเลสเตอรอล ) แทน เพราะสมการในไฟร์ดเดวาล์ด ( ไฟร์ดเดวาล์ด et al . , 1972 ) ไม่สามารถใช้ได้กับแฮมสเตอร์ ดังนั้นความเข้มข้นของไลโปโปรตีน ( ไม่ใช่ HDL ) คอเลสเตอรอลคำนวณด้วยการลบคอเลสเตอรอลความเข้มข้นจากทั้งหมดคอเลสเตอรอลในเลือด2.6 การเตรียมตัวอย่างเนื้อเยื่อตับได้อย่างรวดเร็วลบล้างเย็น 0.15 โมลต่อลิตร เกลือโซลูชั่นที่เปื้อนบนกระดาษกรอง และโฮโม หนัก 9 ml เย็นโพแทสเซียมฟอสเฟตบัฟเฟอร์ หลังจากการ elvehjen พอตเตอร์ ) ,homogenates เป็นระดับที่ 13000g 4 นาทีที่ 4 C และปริมาณสูง .