2.3. Incubation experiment and N2O

2.3. Incubation experiment and N2O measurements
The following modifications were introduced to the method of
air-tight submerged cultivation, originally described by Kurakov
et al. (2000). Briefly, instead of pre-grown mycelium, 20 silica gel
beads with fungal propagules were directly inoculated into 100 ml flasks filled with 20 ml of sterile liquid medium containing glucose,
salts and trace elements, pH 6.7 (for details see Kurakov et al.,
2000), and equipped with screw caps and butyl rubber stoppers.
Since a majority of fungi possess nitrite reductase (Nir) rather than
nitrate reductase (Nar) (Shoun et al., 2012), sodium nitrite (NaNO2;
10 mM) was selected as the nitrogen source (Jirout et al., 2013). For
each isolate, two treatments were established to screen fungal
isolates for N2O-producing ability under conditions of decreasing
oxygen level: initially aerobic (IAE, headspace atmosphere unchanged)
and continuously anaerobic (CAN, headspace atmosphere
replaced with argon). Flasks (one replicate for each strain and
treatment) were then incubated for 168 hr at 28 C in a horizontal
shaker (KS-15 control, Edmund Bühler GmBH, Germany). Thereafter,
N2O concentrations in the headspaces were measured using a
gas chromatograph equipped with a 3 m, 0.318 cm i.d. stainless
steel Porapak Q column and electron capture detector (GC-ECD,
Agilent HP 5890, Agilent Corp., USA). The temperature of the column
and detector were 80 C and 300 C respectively. Peak areas
were estimated using an HP integrator and the results were
computed from detector responses to N2O standards (Hyn
st et al.,
2007). Control flasks (blanks) for both IAE and CAN conditions
were filled with the same liquid medium, including sodium nitrite,
but without fungal inoculation to deduct N2O that evolved chemically.
The rate of N2O production in the flasks was expressed as
nmol N2O d
1 flask
1. Diffusion of N2O into the liquid mediumwas
considered and included in the computing formula. As the incubation
experimentwas continued for the purpose of other analyses,
the biomass of isolates as well as analyses of the growth media
could not be assessed.

ผลลัพธ์ (ไทย) 1:

2.3. Incubation experiment and N2O measurements The following modifications were introduced to the method ofair-tight submerged cultivation, originally described by Kurakovet al. (2000). Briefly, instead of pre-grown mycelium, 20 silica gelbeads with fungal propagules were directly inoculated into 100 ml flasks filled with 20 ml of sterile liquid medium containing glucose,salts and trace elements, pH 6.7 (for details see Kurakov et al.,2000), and equipped with screw caps and butyl rubber stoppers.Since a majority of fungi possess nitrite reductase (Nir) rather thannitrate reductase (Nar) (Shoun et al., 2012), sodium nitrite (NaNO2;10 mM) was selected as the nitrogen source (Jirout et al., 2013). Foreach isolate, two treatments were established to screen fungalisolates for N2O-producing ability under conditions of decreasingoxygen level: initially aerobic (IAE, headspace atmosphere unchanged)and continuously anaerobic (CAN, headspace atmospherereplaced with argon). Flasks (one replicate for each strain andtreatment) were then incubated for 168 hr at 28 C in a horizontalshaker (KS-15 control, Edmund Bühler GmBH, Germany). Thereafter,N2O concentrations in the headspaces were measured using agas chromatograph equipped with a 3 m, 0.318 cm i.d. stainlesssteel Porapak Q column and electron capture detector (GC-ECD,Agilent HP 5890, Agilent Corp., USA). The temperature of the columnand detector were 80 C and 300 C respectively. Peak areasถูกประเมินโดยใช้ HP มีตัวรวมและผลลัพธ์คำนวณจากเครื่องตรวจจับการตอบสนองมาตรฐาน N2O (Hyn เซนต์ et al.,2007) การควบคุมน้ำ (ช่องว่าง) สำหรับเงื่อนไข IAE และสามารถเต็มไป ด้วยสื่อของเหลวเดียวกัน รวมโซเดียมไนไตรต์แต่ไม่ มี inoculation เชื้อราจะหัก N2O ที่พัฒนาสารเคมีอัตราของ N2O ผลิตในน้ำจะถูกแสดงเป็นnmol N2O d 1 หนาว 1 แพร่ของ N2O เป็น mediumwas เหลวพิจารณา และรวมอยู่ในสูตรคำนวณ เป็นการบ่มเพาะวิสาหกิจexperimentwas อย่างต่อเนื่องเพื่อวิเคราะห์อื่น ๆชีวมวลของแยกเป็นวิเคราะห์ของสื่อเติบโตอาจไม่สามารถประเมิน

ผลลัพธ์ (ไทย) 2:

2.3 การทดสอบและการวัดบ่มเพาะ N2O
การปรับเปลี่ยนต่อไปนี้ถูกแนะนำให้รู้จักกับวิธีการของการเพาะปลูกจมอยู่ใต้น้ำลมอธิบายเดิมโดย Kurakov et al, (2000) สั้น ๆ แทนเส้นใยก่อนเติบโต 20 ซิลิกาเจลลูกปัดที่มีpropagules เชื้อราถูกเชื้อโดยตรงใน 100 มล. ขวดที่เต็มไปด้วย 20 มล. ของอาหารเหลวผ่านการฆ่าเชื้อที่มีน้ำตาลเกลือและธาตุพีเอช6.7 (สำหรับรายละเอียดดู Kurakov et al., . 2000) และการติดตั้งฝาเกลียวและ stoppers ยางบิวทิเนื่องจากส่วนใหญ่ของเชื้อรามีreductase ไนไตรท์ (Nir) มากกว่า. reductase ไนเตรต (Nar) (Shoun et al, 2012), โซเดียมไนไตรท์ (NaNO2; 10 มม) ได้รับเลือก เป็นแหล่งไนโตรเจน (Jirout et al., 2013) สำหรับแต่ละแยกสองการรักษาที่ถูกจัดตั้งขึ้นที่หน้าจอของเชื้อราที่แยกความสามารถN2O ผลิตภายใต้เงื่อนไขของการลดระดับออกซิเจน: แอโรบิกขั้นต้น (IAE บรรยากาศ headspace ไม่เปลี่ยนแปลง) และแบบไม่ใช้ออกซิเจนอย่างต่อเนื่อง (CAN บรรยากาศ headspace แทนที่ด้วยอาร์กอน) ขวด (หนึ่งซ้ำสำหรับแต่ละสายพันธุ์และการรักษา) ถูกบ่มแล้ว 168 ชั่วโมงวันที่ 28 องศาเซลเซียสในแนวนอนปั่น(การควบคุม KS-15, เอ๊ดมันด์Bühler GmbH, เยอรมนี) หลังจากนั้นความเข้มข้น N2O ใน headspaces ถูกวัดโดยใช้ก๊าซChromatograph พร้อมกับ 3 เมตร, 0.318 ซมสแตนเลสรหัสเหล็กคอลัมน์Porapak Q และเครื่องตรวจจับจับอิเล็กตรอน (GC-ECD, Agilent HP 5890, Agilent คอร์ปประเทศสหรัฐอเมริกา) อุณหภูมิของคอลัมน์และเครื่องตรวจจับ 80 องศาเซลเซียสและ 300 องศาเซลเซียสตามลำดับ พื้นที่จุดสูงสุดอยู่ที่ประมาณโดยใช้ HP บูรณาการและผลที่ได้รับการคำนวณจากการตอบสนองเครื่องตรวจจับมาตรฐานN2O (Hyn? เซนต์ et al., 2007) ขวดควบคุม (ช่องว่าง) ทั้ง IAE และสามารถเงื่อนไขที่เต็มไปด้วยอาหารเหลวเดียวกันรวมทั้งโซเดียมไนไตรท์, แต่ไม่มีการฉีดวัคซีนเชื้อราที่จะหัก N2O ที่พัฒนาทางเคมี. อัตราการผลิต N2O ในขวดที่ถูกแสดงเป็นN2O d nmol 1 ขวด 1 การแพร่กระจายของ N2O ลงในของเหลว mediumwas พิจารณาและรวมอยู่ในสูตรการคำนวณ ในฐานะที่เป็นบ่มexperimentwas อย่างต่อเนื่องเพื่อประโยชน์ในการวิเคราะห์อื่น ๆชีวมวลของเชื้อเช่นเดียวกับการวิเคราะห์ของสื่อการเจริญเติบโตที่ไม่สามารถประเมิน