respectively. Nitrogen fertiliser w

respectively. Nitrogen fertiliser was not applied to the red clover or
white clover plots. Soil P and K were maintained by applying a
muriate of potash and triple super phosphate annually as described
above. Herbage cover was sprayed out between plots to avoid
clover introgression between treatments. Red and white clover
plots were treated with a herbicide (Kerb; Dow Agro Sciences,
Hitchin, UK) in February 2010 and February 2011. All plots were
mechanically harvested at the same time at five week intervals
during the growing season annually to simulate silage cutting. All
forages were cut at a height of 8 cm using a Haldrup 1500 plot
harvester (J. Haldrup a/s, Løgstør, Denmark) and the material
removed. The dry matter yields of the experimental plots were
deemed as representative for each forage type (Marley et al., 2013b;
Rhymes et al., 2015).
2.2. Soil fauna sampling
In September 2012 and March 2013, the abundance of key
functional groups in the soil food web, including earthworms,
nematodes and microarthropods were quantified. Soil was taken
from randomised areas within each plot for each of the faunal
groups. The areas where earthworm samples were taken was
randomised and recorded so that the same area was not resampled
the following spring due to the size of the sample compared to the
other faunal measures.
2.2.1. Earthworm population assessment
Earthworm biomass (g m2), abundance (m2) and diversity
were quantified from a cube of soil 30 cm2 excavated to a depth of
30 cm from each plot and hand-sorted. After excavation, 0.5%
formaldehyde solution was added to the pit to expel deepburrowing
earthworms; these were removed and added to the
respective block sample. During hand-sorting, all resident earthworms
were removed, maturity level assessed and grouped into
adult (clitellate) and juvenile species prior to counting and
weighing. Mature species were stored in alcohol and identified to
species (Sherlock, 2012) to confirm live identifications.
2.2.2. Nematode population assessment
Twenty soil samples were collected to a depth of 15 cm from
across each plot using a 4 cm diameter auger. A 200 g soil sample
was taken to assess dry weight by oven drying at 105 C for 24 h.
Whilst 200 g of fresh soil was used for nematode wet tray extractions
based on the methods of Whitehead and Hemming (1965)
and adapted by Crotty et al. (2011). Using the soil dry weight the
total number of nematodes per gram dry soil for each plot was
calculated. Samples were reduced through siphoning, to 5 ml,
transferred to sample tubes with an equal volume of 8% formaldehyde
(Merck, Poole, UK) added and the sample stored at 4 C
until identifications of nematode functional groups were performed.
Nematode feeding functional groups were identified using
Adl (2003); adapting the method of Freckman and Ettema (1993),
100 nematodes per stored sample were randomly selected and
identified to functional group, using an inverted compound
microscope.
2.2.3. Microarthropod sampling
Microarthropods were sampled from three intact soil cores
(5 cm diameter, 10 cmdepth) collected from each replicate plot and
placed together upside down in Tullgren funnels for extraction over
seven days. Invertebrates migrate through each core via a temperature
gradient (Crotty et al., 2012) and were extracted into 70%
alcohol, prior to being counted and identified using a microscope,
separating into the main superfamilies'/lineages for Collembola and
mites (Hopkin, 2007; Krantz and Walter, 2009) as well as
identifying the other invertebrates to order (Tilling, 1987). The
Simpson index of diversity (1-D), a measure of community
composition of all microarthropods extracted (Collembola and
mites main superfamilies/lineages, Coleoptera larvae, Diptera
larvae, Enchytraeidae, earthworms, spiders, Hemiptera, Coleoptera,
Chilopoda, Diplopoda, Diptera, Pauropoda, Protura, Symphyla and
Thysanoptera), was calculated from the equation:
1
Xs
i¼1
niðni 1Þ
,
NðN 1Þ
where ni is the number of organisms of species i and N the total
number of organisms of all s species within each habitat.
2.2.4. Statistical analysis
All data were analysed with the aid of GenStat® (Payne et al.,
2014). Data collected from the randomised block design over two
sampling times were analysed assuming a split plot design, with
effects of forage treatment estimated in the whole plot stratum and
effects of sampling time and forageetime interactions estimated at
the sub plot level. Where necessary data were normalised prior to
univariate and multivariate analysis of variance. Where applicable,
multiple comparisons were made using the Student Newman Keuls
test (SNK) or in one instance Fisher's protected least significant
difference test (FPLSD) when SNK failed to identify differences due
to sub-groups in the means (Thomas, 1973). Where an interaction
between time and forage treatment was found comparisons were
restricted to between forages within time and between times
within forage with comparison-wise

respectively. Nitrogen fertiliser was not applied to the red clover or
white clover plots. Soil P and K were maintained by applying a
muriate of potash and triple super phosphate annually as described
above. Herbage cover was sprayed out between plots to avoid
clover introgression between treatments. Red and white clover
plots were treated with a herbicide (Kerb; Dow Agro Sciences,
Hitchin, UK) in February 2010 and February 2011. All plots were
mechanically harvested at the same time at five week intervals
during the growing season annually to simulate silage cutting. All
forages were cut at a height of 8 cm using a Haldrup 1500 plot
harvester (J. Haldrup a/s, Løgstør, Denmark) and the material
removed. The dry matter yields of the experimental plots were
deemed as representative for each forage type (Marley et al., 2013b;
Rhymes et al., 2015).
2.2. Soil fauna sampling
In September 2012 and March 2013, the abundance of key
functional groups in the soil food web, including earthworms,
nematodes and microarthropods were quantified. Soil was taken
from randomised areas within each plot for each of the faunal
groups. The areas where earthworm samples were taken was
randomised and recorded so that the same area was not resampled
the following spring due to the size of the sample compared to the
other faunal measures.
2.2.1. Earthworm population assessment
Earthworm biomass (g m2), abundance (m2) and diversity
were quantified from a cube of soil 30 cm2 excavated to a depth of
30 cm from each plot and hand-sorted. After excavation, 0.5%
formaldehyde solution was added to the pit to expel deepburrowing
earthworms; these were removed and added to the
respective block sample. During hand-sorting, all resident earthworms
were removed, maturity level assessed and grouped into
adult (clitellate) and juvenile species prior to counting and
weighing. Mature species were stored in alcohol and identified to
species (Sherlock, 2012) to confirm live identifications.
2.2.2. Nematode population assessment
Twenty soil samples were collected to a depth of 15 cm from
across each plot using a 4 cm diameter auger. A 200 g soil sample
was taken to assess dry weight by oven drying at 105 C for 24 h.
Whilst 200 g of fresh soil was used for nematode wet tray extractions
based on the methods of Whitehead and Hemming (1965)
and adapted by Crotty et al. (2011). Using the soil dry weight the
total number of nematodes per gram dry soil for each plot was
calculated. Samples were reduced through siphoning, to 5 ml,
transferred to sample tubes with an equal volume of 8% formaldehyde
(Merck, Poole, UK) added and the sample stored at 4 C
until identifications of nematode functional groups were performed.
Nematode feeding functional groups were identified using
Adl (2003); adapting the method of Freckman and Ettema (1993),
100 nematodes per stored sample were randomly selected and
identified to functional group, using an inverted compound
microscope.
2.2.3. Microarthropod sampling
Microarthropods were sampled from three intact soil cores
(5 cm diameter, 10 cmdepth) collected from each replicate plot and
placed together upside down in Tullgren funnels for extraction over
seven days. Invertebrates migrate through each core via a temperature
gradient (Crotty et al., 2012) and were extracted into 70%
alcohol, prior to being counted and identified using a microscope,
separating into the main superfamilies'/lineages for Collembola and
mites (Hopkin, 2007; Krantz and Walter, 2009) as well as
identifying the other invertebrates to order (Tilling, 1987). The
Simpson index of diversity (1-D), a measure of community
composition of all microarthropods extracted (Collembola and
mites main superfamilies/lineages, Coleoptera larvae, Diptera
larvae, Enchytraeidae, earthworms, spiders, Hemiptera, Coleoptera,
Chilopoda, Diplopoda, Diptera, Pauropoda, Protura, Symphyla and
Thysanoptera), was calculated from the equation:
1 
Xs
i¼1
niðni  1Þ
,
NðN  1Þ
where ni is the number of organisms of species i and N the total
number of organisms of all s species within each habitat.
2.2.4. Statistical analysis
All data were analysed with the aid of GenStat® (Payne et al.,
2014). Data collected from the randomised block design over two
sampling times were analysed assuming a split plot design, with
effects of forage treatment estimated in the whole plot stratum and
effects of sampling time and forageetime interactions estimated at
the sub plot level. Where necessary data were normalised prior to
univariate and multivariate analysis of variance. Where applicable,
multiple comparisons were made using the Student Newman Keuls
test (SNK) or in one instance Fisher's protected least significant
difference test (FPLSD) when SNK failed to identify differences due
to sub-groups in the means (Thomas, 1973). Where an interaction
between time and forage treatment was found comparisons were
restricted to between forages within time and between times
within forage with comparison-wise

0/5000

จาก: -

เป็น: -

ผลลัพธ์ (ไทย) 1: [สำเนา]

คัดลอก!

ตามลาดับ ปุ๋ยไนโตรเจนไม่กับโคลเวอร์สีแดง หรือแปลงในโคลเวอร์สีขาว จัดการดิน P และ K โดยใช้การmuriate ของ potash และทริปเปิลซูเปอร์ฟอสเฟตให้เป็นรายปีตามที่อธิบายไว้ข้างต้น Herbage ฝาถูกพ่นออกระหว่างแปลงเพื่อหลีกเลี่ยงโคล introgression การรักษา โคลเวอร์สีแดง และสีขาวแปลงได้รับการรักษา ด้วยสารกำจัดวัชพืช (Kerb ดาวเกษตรศาสตร์Hitchin, UK) ใน 2553 กุมภาพันธ์และ 2554 กุมภาพันธ์นี้ แปลงทั้งหมดได้กลไกการเก็บเกี่ยวในเวลาเดียวกันในช่วงเวลา 5 สัปดาห์ในฤดูเติบโตทุกปีเพื่อจำลองการตัดหน้าของหญ้าหมัก ทั้งหมดจำนงถูกตัดที่ความสูง 8 ซม.ใช้พล็อต Haldrup 1500เก็บเกี่ยว (J. Haldrup a/s, Løgstør เดนมาร์ก) และวัสดุถูกเอาออก ได้ผลผลิตแห้งเรื่องแปลงทดลองถือว่าเป็นตัวแทนแต่ละประเภทดอกไม้ (Marley ร้อยเอ็ด 2013bจังหวะ et al. 2015)2.2. ดินเก็บตัวอย่างสัตว์2555 กันยายนและ 2556 มายคีย์กลุ่มงานในเว็บอาหารดิน รวมทั้งไส้เดือนnematodes และ microarthropods ที่วัด ดินถูกจากแพทย์แบบสุ่มเกี่ยวกับพื้นที่ภายในแต่ละแผนสำหรับแต่ละการ faunalกลุ่มนี้ พื้นที่ที่ไส้เดือนตัวอย่างที่ถ่ายได้แบบสุ่ม และมีบันทึกเพื่อให้พื้นที่เดียวกันไม่ถูกปรับจำนวนพิกเซลต่อไปนี้ฤดูใบไม้ผลิเนื่องจากขนาดของตัวอย่างเปรียบเทียบกับการมาตรการอื่น ๆ faunal2.2.1. การประเมินประชากรไส้เดือนชีวมวลไส้เดือน (g m 2), ความอุดมสมบูรณ์ (ม 2) และความหลากหลายวัดได้จากก้อนดิน 30 ซม.ขุดลึก 230 ซม.จากแต่ละพล็อต และ เรียงมือ หลังจากขุด 0.5%โซลูชันฟอร์มาลดีไฮด์ถูกเพิ่มไปยังหลุมออก deepburrowingไส้เดือน เหล่านี้ถูกลบออก และเพิ่มการตัวอย่างบล็อกที่เกี่ยวข้อง ระหว่างไส้เดือน เรียงมือ ประจำทั้งหมดออก ระดับวุฒิภาวะประเมิน และจัดกลุ่มเป็นผู้ใหญ่ (clitellate) และพันธุ์เยาวชนก่อนการนับจำนวน และชั่งน้ำหนัก พันธุ์ผู้ใหญ่เก็บไว้ในเครื่องดื่มแอลกอฮอล์ และระบุการพันธุ์ (Sherlock, 2012) เพื่อยืนยันรหัสสด2.2.2. การประเมินประชากรนีมาโทดาตัวอย่างดินยี่สิบถูกเก็บรวบรวมความลึก 15 ซม.จากในแต่ละจุดใช้สว่านเส้นผ่าศูนย์กลาง 4 ซม. ตัวอย่างดิน 200 กรัมถูกนำไปประเมินน้ำหนักแห้ง โดยอบแห้งที่ 105 C เป็นเวลา 24 ชมในขณะที่ใช้สำหรับสกัดนีมาโทดาเปียกถาดดินสด 200 กรัมตามวิธีการของสิวและการเย็บชายผ้า (1965)และดัดแปลงโดย Crotty et al. (2011) ใช้ดินแห้งน้ำหนักจำนวนรวมของ nematodes ต่อกรัมดินแห้งสำหรับพล็อตแต่ละคำนวณ ตัวอย่างถูกลดผ่านสูบ การ 5 มล.โอนย้ายไปยังหลอดเก็บตัวอย่างด้วยปริมาณเท่ากับ 8% ฟอร์มาลดีไฮด์(Merck, Poole, UK) เพิ่ม และเก็บตัวอย่างที่ 4 Cจนกว่าจะดำเนินการรหัสของกลุ่มงานนีมาโทดานีมาโทดาอาหารกลุ่มที่ทำงานระบุโดยใช้Adl (2003); การปรับเปลี่ยนวิธีการ Freckman และ Ettema (1993),สุ่มเลือก nematodes 100 ต่อตัวอย่างที่เก็บไว้ และระบุกลุ่มงาน ใช้สารประกอบการคว่ำกล้องจุลทรรศน์2.2.3. Microarthropod สุ่มตัวอย่างMicroarthropods มีตัวอย่างจากสามแกนดินเหมือนเดิม(เส้นผ่าศูนย์กลาง 5 ซม. 10 cmdepth) รวบรวมจากแต่ละพล็อต replicate และกลับด้านกันในกระบวนการ Tullgren สำหรับการดูดมากกว่าเจ็ดวัน มีย้ายผ่านแต่ละหลักด้วยอุณหภูมิไล่ระดับสี (Crotty et al. 2012) และสกัดเป็น 70%แอลกอฮอล์ ก่อนที่จะถูกนับและระบุใช้กล้องจุลทรรศน์แยกเป็น superfamilies' หลัก / ชาติสำหรับ Collembola และไร (รีฮอปกิน 2007 Krantz และวอลเตอร์ 2009) เป็นระบุมีการสั่งซื้อ (Tilling, 1987) การดัชนีซิมป์สันของความหลากหลาย (1-D), การวัดของชุมชนองค์ประกอบของทั้งหมด microarthropods สกัด (Collembola และไรหลัก superfamilies/ชาติ, Coleoptera อ่อน แดงระยะตัวอ่อน Enchytraeidae ไส้เดือน แมงมุม Hemiptera, ColeopteraChilopoda, Diplopoda แดงระยะ Pauropoda, Protura ซิมไฟลา และThysanoptera), คำนวณจากสมการ:1Xsi¼1niðni 1Þ,NðN 1Þจำนวนของสิ่งมีชีวิตสายพันธุ์นิฉันและ N ทั้งหมดจำนวนของสิ่งมีชีวิตสายพันธุ์ s ทั้งหมดภายในที่อยู่อาศัยแต่ละใน 2.2.4. สถิติวิเคราะห์ข้อมูลทั้งหมดถูกนำมาวิเคราะห์ ด้วยความช่วยเหลือของ GenStat® (Payne et al.,2014) รวบรวมข้อมูลจากการออกแบบการแพทย์แบบสุ่มเกี่ยวกับบล็อกกว่าสองสุ่มตัวอย่างครั้งที่วิเคราะห์สมมติแบบแผนแยก มีผลของการรักษาดอกไม้ประมาณในชั้นทั้งพล็อต และผลของปฏิสัมพันธ์เวลาและ forageetime ประมาณระดับพล็อตย่อย ซึ่งข้อมูลที่จำเป็นได้ปกติก่อนไร univariate และหลายตัวแปรข้อวิเคราะห์ความแปรปรวน เกี่ยวข้องเปรียบเทียบหลายอย่างได้ใช้ Keuls นิวแมนของนักเรียนทดสอบ (เอสเอ็นเค) หรือในหนึ่งอินสแตนซ์ Fisher ของป้องกันสำคัญน้อยทดสอบความแตกต่าง (FPLSD) เมื่อเอสเอ็นเคไม่สามารถระบุความแตกต่างเนื่องจากกลุ่มย่อยในหมาย (Thomas, 1973) การโต้ตอบระหว่างดอกไม้และเวลา รักษาพบเปรียบเทียบได้จำกัด ระหว่างจำนงภายในระยะเวลา และ ระหว่างเวลาภายในดอกไม้ด้วย comparison-wise

การแปล กรุณารอสักครู่..

ผลลัพธ์ (ไทย) 2:[สำเนา]

คัดลอก!

ตามลำดับ ปุ๋ยไนโตรเจนไม่ได้ถูกนำไปใช้กับไม้จำพวกถั่วแดงหรือ
แปลงไม้จำพวกถั่วสีขาว ดิน P และ K ได้รับการดูแลโดยการใช้
muriate ของโปแตชและซูเปอร์ฟอสเฟตสามเป็นประจำทุกปีตามที่อธิบายไว้
ข้างต้น ปกหญ้าพ่นออกระหว่างแปลงเพื่อหลีกเลี่ยงการ
อินโทร Clover ระหว่างการรักษา สีแดงและสีขาว Clover
แปลงได้รับการรักษาด้วยสารกำจัดวัชพืช (Kerb; ดาวโจนส์เกษตรวิทยาศาสตร์
Hitchin, สหราชอาณาจักร) ในเดือนกุมภาพันธ์ปี 2010 และเดือนกุมภาพันธ์ 2011 แปลงทั้งหมดถูก
เก็บเกี่ยวกลไกในเวลาเดียวกันที่ห้าช่วงสัปดาห์
ในช่วงฤดูปลูกเป็นประจำทุกปีเพื่อจำลองการตัดหมัก . ทั้งหมด
จำนงถูกตัดที่ความสูง 8 ซม. ใช้พล็อต Haldrup 1500
ตัดไม้ (เจ Haldrup A / S, Løgstør, เดนมาร์ก) และวัสดุที่
ถอดออก ผลผลิตน้ำหนักแห้งของแปลงทดลอง
ถือว่าเป็นตัวแทนแต่ละประเภทอาหารสัตว์ (มาร์เลย์, et al, 2013b.
บ๊อง et al, 2015.).
2.2 ดินสัตว์สุ่มตัวอย่าง
ในเดือนกันยายน 2012 และมีนาคม 2013 ความอุดมสมบูรณ์ของคีย์
การทำงานเป็นกลุ่มในเว็บอาหารดินรวมทั้งไส้เดือน
ไส้เดือนฝอยและ microarthropods ถูกวัด ดินถูกนำตัว
ออกจากพื้นที่สุ่มภายในแต่ละแปลงสำหรับแต่ละ faunal
กลุ่ม พื้นที่ที่กลุ่มตัวอย่างไส้เดือนถูกนำได้รับการ
สุ่มและบันทึกไว้เพื่อให้พื้นที่เดียวกันไม่ได้ resampled
ในฤดูใบไม้ผลิเนื่องจากขนาดของกลุ่มตัวอย่างเมื่อเทียบกับที่
มาตรการอื่น ๆ faunal.
2.2.1 ไส้เดือนประชากรประเมิน
ชีวมวลไส้เดือน (GM? 2) ความอุดมสมบูรณ์ (ม. 2) และความหลากหลาย
ถูกวัดจากก้อนดิน 30 ซม. 2 ขุดที่ความลึกที่
30 ซม. จากแต่ละล็อตและมือเรียง หลังจากขุด, 0.5%
วิธีการแก้ปัญหาดีไฮด์ถูกบันทึกอยู่ในหลุมที่จะขับไล่ deepburrowing
ไส้เดือน; เหล่านี้ถูกถอดออกและเพิ่มการ
ตัวอย่างบล็อกที่เกี่ยวข้อง ในระหว่างมือเรียงลำดับทั้งหมดไส้เดือนดินถิ่นที่
ถูกถอดออกระดับวุฒิภาวะและการประเมินแบ่งออกเป็น
ผู้ใหญ่ (clitellate) และเยาวชนสายพันธุ์ก่อนที่จะนับและ
ชั่งน้ำหนัก ชนิดที่ผู้ใหญ่ที่ถูกเก็บไว้ในเครื่องดื่มแอลกอฮอล์และระบุ
ชนิด (Sherlock, 2012) เพื่อยืนยันการวินิจฉัยสด.
2.2.2 ไส้เดือนฝอยประชากรประเมิน
ยี่สิบเก็บตัวอย่างดินที่ความลึก 15 ซม. จาก
ทั่วแต่ละแปลงใช้ 4 ซม. เส้นผ่าศูนย์กลางสว่าน ตัวอย่างดิน 200 กรัม
ถูกนำไปประเมินน้ำหนักแห้งโดยการอบแห้งเตาอบที่อุณหภูมิ 105 องศาเซลเซียสเป็นเวลา 24 ชม.
ในขณะที่ 200 กรัมดินสดที่ใช้สำหรับไส้เดือนฝอยสกัดถาดเปียก
ขึ้นอยู่กับวิธีการของ Whitehead และริม (1965) เดอะ
และดัดแปลงโดย Crotty et al, (2011) โดยใช้ดินน้ำหนักแห้ง
จำนวนรวมของไส้เดือนฝอยต่อกรัมดินแห้งสำหรับแต่ละล็อตได้รับการ
คำนวณ ตัวอย่างที่ถูกลดลงผ่านการดูด, 5 มล.,
โอนไปลิ้มลองหลอดที่มีปริมาตรที่เท่ากัน 8% ดีไฮด์
(เมอร์คพูล, สหราชอาณาจักร) เพิ่มและตัวอย่างที่เก็บไว้ที่อุณหภูมิ 4 องศาเซลเซียส
จนการวินิจฉัยของการทำงานเป็นกลุ่มไส้เดือนฝอยได้ดำเนินการ.
ไส้เดือนฝอยอาหารทำงาน กลุ่มที่ถูกระบุโดยใช้
Adl (2003); การปรับวิธีการและ Freckman Ettema (1993) ที่
100 ไส้เดือนฝอยต่อตัวอย่างที่เก็บไว้ถูกสุ่มเลือกและ
ระบุไปยังกลุ่มการทำงานโดยใช้สารประกอบคว่ำ
กล้องจุลทรรศน์.
2.2.3 Microarthropod สุ่มตัวอย่าง
Microarthropods เก็บตัวอย่างจากสามแกนดินเหมือนเดิม
(5 ซม. เส้นผ่าศูนย์กลาง 10 cmdepth) เก็บรวบรวมจากแต่ละแปลงซ้ำและ
อยู่ร่วมกันคว่ำใน Tullgren ช่องทางในการสกัดกว่า
เจ็ดวัน สัตว์ไม่มีกระดูกสันหลังอพยพผ่านแต่ละคอผ่านอุณหภูมิ
ลาด (Crotty et al., 2012) และถูกแยกออกเป็น 70%
เครื่องดื่มแอลกอฮอล์ก่อนที่จะถูกนับและระบุการใช้กล้องจุลทรรศน์
แยกเข้าไปใน superfamilies หลัก '/ lineages สำหรับ Collembola และ
ไร (Hopkin, 2007 หางแดงและวอลเตอร์ 2009) เช่นเดียวกับ
การระบุไม่มีกระดูกสันหลังอื่น ๆ ตามสั่ง (กระทั่ง, 1987)
ดัชนีซิมป์สันของความหลากหลาย (1-D) ซึ่งเป็นตัวชี้วัดของชุมชน
องค์ประกอบของ microarthropods ทุกสกัด (Collembola และ
ไรหลัก superfamilies / lineages, Coleoptera ตัวอ่อนปีก
ตัวอ่อน Enchytraeidae ไส้เดือนแมงมุม Hemiptera, Coleoptera,
Chilopoda, Diplopoda, ปีก , Pauropoda, Protura, ซิมไฟลาและ
Thysanoptera) ที่คำนวณได้จากสมการ:
1
Xs
i¼1
niðni? 1th
,
NDN? 1th
ที่พรรณีเป็นจำนวนของสิ่งมีชีวิตสายพันธุ์ที่ผมและ n รวม
จำนวนของสิ่งมีชีวิตทุกพันธุ์ในแต่ละที่อยู่อาศัย.
2.2.4 การวิเคราะห์ทางสถิติ
วิเคราะห์ข้อมูลด้วยความช่วยเหลือของGenStat®นี้ (เพน et al.,
2014) ข้อมูลที่เก็บรวบรวมจากการออกแบบบล็อกสุ่มมากกว่าสอง
ครั้งสุ่มตัวอย่างมาวิเคราะห์สมมติให้มีการออกแบบแยกพล็อตกับ
ผลกระทบของการรักษาอาหารสัตว์ประมาณในชั้นทั้งพล็อตและ
ผลกระทบของเวลาการสุ่มตัวอย่างและการมีปฏิสัมพันธ์ forageetime ประมาณ
ระดับพล็อตย่อย ที่ข้อมูลที่จำเป็นถูกปกติก่อนที่จะมี
การวิเคราะห์ univariate และหลายตัวแปรความแปรปรวน ที่บังคับใช้
กับหลาย ๆ ที่ถูกสร้างขึ้นโดยใช้นักศึกษา Newman Keuls
ทดสอบ (เอส) หรือหนึ่งในอินสแตนซ์ฟิชเชอร์ได้รับการคุ้มครองอย่างมีนัยสำคัญไม่น้อยกว่า
การทดสอบความแตกต่าง (FPLSD) เมื่อเอสล้มเหลวในการระบุความแตกต่างเนื่องจาก
การกลุ่มย่อยในหมายถึง (Thomas, 1973) ในกรณีที่มีปฏิสัมพันธ์
ระหว่างเวลาและการรักษาอาหารสัตว์ได้รับการเปรียบเทียบพบว่ามี
การ จำกัด การระหว่างจำนงภายในเวลาและในระหว่างช่วงเวลา
ที่อยู่ในอาหารสัตว์ที่มีการเปรียบเทียบที่ชาญฉลาด

การแปล กรุณารอสักครู่..

ผลลัพธ์ (ไทย) 3:[สำเนา]

คัดลอก!

ตามลำดับ ปุ๋ยไนโตรเจนไม่ได้ใช้กับ เรด โคลเวอร์ หรือขาวเวอร์แปลง ดิน P และ K ถูกเก็บรักษาไว้โดยการเกลือสินเธาว์และทริปเปิลซูเปอร์ฟอสเฟต muriate ของปีตามที่ระบุไว้ข้างต้น น้ำหนักครอบคลุมถูกพ่นออกมาระหว่างแปลงเพื่อหลีกเลี่ยงโคล อินโทรเกรสชันระหว่างการรักษา สีแดงและสีขาว โคลเวอร์แปลงที่ได้รับการรักษาด้วยสารเคมี ( ขอบถนน ; ดาวเกษตรวิทยาศาสตร์Hitchin , สหราชอาณาจักร ) ในกุมภาพันธ์ 2010 กุมภาพันธ์ 2011 ทุกแปลงคือเครื่องจักรเก็บเกี่ยวในเวลาเดียวกันในช่วงเวลาห้าสัปดาห์ในช่วงฤดูปลูกปีจำลองตัดอาหารสัตว์ ทั้งหมดค้นหาถูกตัดที่ความสูง 8 ซม. ใช้ haldrup 1500 จุดเก็บเกี่ยว ( haldrup J / S , L ขึ้นภาษี GST ขึ้น R , เดนมาร์ก ) และวัสดุลบออก ส่วนผลผลิตแห้งของแปลงทดลองถือว่าเป็นตัวแทนของแต่ละพืชอาหารสัตว์ประเภท ( มาร์ลีย์ et al . , 2013b ;เพลง et al . , 2015 )2.2 . ตัวอย่างดินพืชในเดือนกันยายน 2554 และมีนาคม 2013 , ความอุดมสมบูรณ์ของคีย์หมู่ฟังก์ชันในดินอาหารเว็บ ได้แก่ ไส้เดือนไส้เดือนฝอย และจำนวนตัว จำนวน 1 วัดได้ ดินถูกจากรายงานในแต่ละพื้นที่แต่ละแปลงของ faunalกลุ่ม พื้นที่ที่คนถ่ายเป็นไส้เดือนรายงานและบันทึกไว้เพื่อให้พื้นที่เดียวกันไม่ได้ ซึ่งจะช่วยลดเวลาต่อไปนี้ในฤดูใบไม้ผลิเนื่องจากขนาดของตัวอย่างเมื่อเทียบกับมาตรการ faunal อื่น ๆ2.2.1 . การประเมินจำนวนประชากรไส้เดือนชีวมวล ไส้เดือน ( G m2 ) มากมาย ( M2 ) และความหลากหลายคือวัดจากก้อนดิน 30 cm2 ขุดดินให้ลึก30 ซม. จากแต่ละแปลงและมือเรียบร้อย หลังจากขุด 0.5 เปอร์เซ็นต์สารละลายฟอร์มาลดีไฮด์ถูกเพิ่มลงในหลุมเพื่อขับไล่ deepburrowingไส้เดือน ; เหล่านี้ได้ถูกลบออกและเพิ่มไปที่เกี่ยวข้องบล็อกตัวอย่าง ในมือคัดแยกไส้เดือนอาศัยอยู่ทั้งหมด ,ถูกถอดออก ระดับวุฒิภาวะ และจัดกลุ่มครั้งผู้ใหญ่ ( clitellate ) และเยาวชนชนิดก่อนที่จะนับและเครื่องชั่ง . เป็นชนิดที่ถูกเก็บไว้ในแอลกอฮอล์ระบุชนิด ( เชอร์ล็อค , 2012 ) เพื่อยืนยันอะไรบ่งบอกอยู่2.2.2 . การประเมินจำนวนประชากรไส้เดือนฝอย20 ตัวอย่างดินที่ความลึก 15 ซม.ในแต่ละแปลงใช้ 4 ซม. สว่าน . 200 กรัมตัวอย่างดินถ่ายเพื่อประเมินน้ำหนักแห้งโดยตู้อบลมร้อนที่ 105 องศาเซลเซียส เป็นเวลา 24 ชั่วโมงขณะที่ดินสด 200 กรัม ใช้ถาดการสกัดตัวกลม เปียกตามวิธีการของสิวและขอบ ( 1965 )และดัดแปลงโดย คร ตี้ et al . ( 2011 ) การใช้ดินแห้งน้ำหนักจำนวนไส้เดือนฝอยในดินแห้ง 1 กรัม ในแต่ละแปลงการคํานวณ จำนวนลดลงผ่านดูด , 5 มิลลิลิตรย้ายไปใช้ท่อที่มีขนาดเท่ากัน ร้อยละ 8 ฟอร์มาลดีไฮด์( เมอร์ค พูลเพิ่ม , UK ) และตัวอย่างที่เก็บรักษาที่อุณหภูมิ 4 องศาเซลเซียสจนกว่าอะไรบ่งบอก โดยการทำงานกลุ่มดำเนินการการทำงานกลุ่มที่ถูกระบุว่าใช้งานให้อาหารADL ( 2003 ) ; การปรับวิธีการ freckman และ ettema ( 1993 )100 ไส้เดือนฝอยต่อเก็บไว้จำนวนสุ่มเลือกที่ระบุกลุ่มการทำงาน , ใช้แบบผสมกล้องจุลทรรศน์2.2.3 . ตัวอย่าง microarthropodจำนวนตัว จำนวน จำนวน จาก สามแกนดินเหมือนเดิม( 5 ซม. 10 cmdepth ) เก็บรวบรวมจากแต่ละเลียนแบบพล็อตและวางไว้ด้วยกันคว่ำใน tullgren กรวยเพื่อสกัดมากกว่าเจ็ดวัน สัตว์ไม่มีกระดูกสันหลัง อพยพผ่านแต่ละหลักผ่านทางอุณหภูมิ( การไล่ระดับสี คร ตี้ et al . , 2012 ) และสกัดเป็น 70 เปอร์เซ็นต์สุรา ก่อนที่จะถูกนับและระบุการใช้กล้องจุลทรรศน์แยกเป็นหลัก superfamilies " / เมื่อและสำหรับคอลเลมโบลาขี้ ( ฮ็อปคิ้น , 2007 ; คร้านซ์และวอลเตอร์ , 2009 ) รวมทั้งระบุอื่นๆ ซึ่งการสั่ง ( การไถพรวน , 1987 ) ที่ซิมป์สันดัชนีความหลากหลาย ( ภายใน ) , วัดของชุมชนองค์ประกอบทั้งหมดของจำนวนตัว จำนวนและสกัด ( คอลเลมโบลาไรหลัก superfamilies / พันธุ์ , Coleoptera Diptera ตัวอ่อนตัวอ่อน enchytraeidae ไส้เดือน , แมงมุม , อันดับ Hemiptera , Coleoptera ,บ้านพิเทศ , Diptera , pauropoda คิวโพลาโปรทูรา , , และไทแซนอพเทอร่า ) ที่คำนวณได้จากสมการ :1XSผม¼ 1ผมð 1 Þนิ,ð n n 1 Þที่ผมมีเบอร์ของสิ่งมีชีวิตชนิดที่ผมและรวมจำนวนของสิ่งมีชีวิตทั้งหมดของแต่ละชนิดภายในที่อยู่อาศัย2.2.4 . สถิติที่ใช้ในการวิเคราะห์ข้อมูลวิเคราะห์ข้อมูลด้วยความช่วยเหลือของ genstat ® ( เพน et al . ,2014 ) ข้อมูลที่รวบรวมจากรายงาน Block กว่าสองเวลาคนวิเคราะห์สมมติว่า Split plot แบบ กับผลของการรักษาพืชอาหารสัตว์ประมาณในชั้นบรรยากาศพล็อตทั้งหมดและผลของปฏิสัมพันธ์ระหว่างคน เวลา และ forageetime ประมาณพล็อตย่อยระดับ ที่ข้อมูลที่จําเป็นค่าใช้จ่ายก่อนและการวิเคราะห์หลายตัวแปรที่มีความแปรปรวน ที่ใช้ได้ให้นักเรียนเปรียบเทียบพหุคูณโดยใช้นิวแมน คูลส์ทดสอบ ( SNK ) หรือในหนึ่งตัวอย่างของการป้องกันที่สำคัญที่สุด ฟิชเชอร์การทดสอบความแตกต่าง ( fplsd ) เมื่อ SNK ล้มเหลวในการระบุความแตกต่าง เนื่องจากเป็นตัวแทนกลุ่มในหมายความว่า ( Thomas , 1973 ) ที่เป็นปฏิสัมพันธ์ระหว่างเวลาและรักษาพืชอาหารสัตว์ที่พบการเปรียบเทียบจำกัดระหว่างค้นหาภายในเวลาและระหว่างครั้งการเปรียบเทียบภายในพืชอาหารสัตว์ด้วยปัญญา

การแปล กรุณารอสักครู่..

ภาษาอื่น ๆ

การสนับสนุนเครื่องมือแปลภาษา: กรีก, กันนาดา, กาลิเชียน, คลิงออน, คอร์สิกา, คาซัค, คาตาลัน, คินยารวันดา, คีร์กิซ, คุชราต, จอร์เจีย, จีน, จีนดั้งเดิม, ชวา, ชิเชวา, ซามัว, ซีบัวโน, ซุนดา, ซูลู, ญี่ปุ่น, ดัตช์, ตรวจหาภาษา, ตุรกี, ทมิฬ, ทาจิก, ทาทาร์, นอร์เวย์, บอสเนีย, บัลแกเรีย, บาสก์, ปัญจาป, ฝรั่งเศส, พาชตู, ฟริเชียน, ฟินแลนด์, ฟิลิปปินส์, ภาษาอินโดนีเซี, มองโกเลีย, มัลทีส, มาซีโดเนีย, มาราฐี, มาลากาซี, มาลายาลัม, มาเลย์, ม้ง, ยิดดิช, ยูเครน, รัสเซีย, ละติน, ลักเซมเบิร์ก, ลัตเวีย, ลาว, ลิทัวเนีย, สวาฮิลี, สวีเดน, สิงหล, สินธี, สเปน, สโลวัก, สโลวีเนีย, อังกฤษ, อัมฮาริก, อาร์เซอร์ไบจัน, อาร์เมเนีย, อาหรับ, อิกโบ, อิตาลี, อุยกูร์, อุสเบกิสถาน, อูรดู, ฮังการี, ฮัวซา, ฮาวาย, ฮินดี, ฮีบรู, เกลิกสกอต, เกาหลี, เขมร, เคิร์ด, เช็ก, เซอร์เบียน, เซโซโท, เดนมาร์ก, เตลูกู, เติร์กเมน, เนปาล, เบงกอล, เบลารุส, เปอร์เซีย, เมารี, เมียนมา (พม่า), เยอรมัน, เวลส์, เวียดนาม, เอสเปอแรนโต, เอสโทเนีย, เฮติครีโอล, แอฟริกา, แอลเบเนีย, โคซา, โครเอเชีย, โชนา, โซมาลี, โปรตุเกส, โปแลนด์, โยรูบา, โรมาเนีย, โอเดีย (โอริยา), ไทย, ไอซ์แลนด์, ไอร์แลนด์, การแปลภาษา.