Four lactic acid bacteria strains (

Four lactic acid bacteria strains (Lactobacillus kefiranofaciens
HL1, Lactobacillus kefiri HL2, Leuconostoc mesenteroides HL3, and
Lactococcus lactis HL4) and three yeast strains (Kluyveromyces
marxianus HY1, Saccharomyces turicensis HY2, and Pichia fermentans
HY3) had been previously isolated from Taiwanese kefir grains
(Chen et al., 2008; Wang et al., 2008). Another four lactic acid
bacteria strains (Lc. lactis subsp. cremoris TL1, Leu. mesenteroides
subsp. mesenteroides TL2, Lc. lactis subsp. cremoris TL3, and Lc. lactis
subsp. cremoris TL4), and three yeast strains (Klu. marxianus TY1,
Saccharomyces unisporus TY2, and P. fermentans TY3) were isolated
from Taiwanese viili (Wang et al., 2008, 2011). The fourteen
microbial strains used in this study were obtained from the stock
culture collection of our laboratory. Working cultures were propagated
twice consecutively using a 1% (vol/vol) inoculum into
growth medium. All lactic acid bacteria were cultured separately
using Lactobacilli de Man, Rogosa, and Sharpe (MRS) broth (Difco
Laboratories, Detroit, MI) incubated under aerobic conditions atAggregation experiments were performed as described by
Golowczyc et al. (2009) with modifications. The washed microbial
pellets were suspended in different saline solutions previously
adjusting to specified pH values of 4.2 and 6.2 using 1 M NaOH or HCl
solutions. In all experiments, the final concentrations of the microbial
suspensions were adjusted to OD600 ¼ 1.00  0.02 as measured by
a spectrophotometer (Genesys 10S, Thermo Spectronic, Rochester,
NY). For the auto-aggregation assay, one milliliter microbial
suspension was added to a cuvette and the optical density at 600 nm
was measured statically at regular intervals. The percentage autoaggregation
was expressed as follows (Equation (1)):
% Auto-aggregation ¼ ðODi  ODtÞ=ODi 100 (1)
Where ODi is initial optical density of microbial suspension, and
ODt is the optical density after time t.
For the co-aggregation experiments, one half milliliter bacterial
suspension and yeast suspension were mixed in a cuvette and the
optical density at 600 nm was measured statically at regular
intervals. The percent co-aggregation was expressed as follows
(Equation (2)):
% Co-aggregation ¼ ½ðOD1 þ OD2Þ  2ODt=ðOD1 þ OD2Þ 100
(2)
OD1: optical density of strain 1, OD2: optical density of strain 2,
ODt: optical density of strain 1 and strain 2 after t time.The microbial cell surface hydrophobicity was assayed using the
two-phase partition method described by Rosenberg et al. (1980)
with some modifications. The concentration of the microbial
suspension was adjusted to an OD600 of 1.00  0.02. One milliliter of
the suspension and 0.6 ml of xylene (Asia Pacific Specialty,
Australia) were mixed vigorously in a glass test tube with a vortex
mixer for 30 s. After settling for 30 min to allow separation of the
aqueous and xylene phases, the aqueous phase was carefully
transferred to a cuvette and the OD600 value was measured. The
hydrophobicity of each strain was expressed as the percentage of
the difference in optical density of the aqueous phase at 600 nm
before and after being mixed with xylene.

ผลลัพธ์ (ไทย) 1:

4 กรดแลกติกแบคทีเรียสายพันธุ์ (kefiranofaciens แลคโตบาซิลลัสHL1 แลคโตบาซิลลัส kefiri HL2, Leuconostoc mesenteroides HL3 และLactococcus lactis HL4) และสามยีสต์ (Kluyveromycesmarxianus HY1, fermentans turicensis, HY2 และ Pichia SaccharomycesHY3) ได้เคยแยกจากธัญพืช kefir ที่ไต้หวัน(Chen et al., 2008 วัง et al., 2008) กรด 4 อีกแบคทีเรียสายพันธุ์ (Lc. lactis ถั่ว cremoris TL1, mesenteroides ลัวถั่ว mesenteroides TL2, Lc. lactis ถั่ว cremoris TL3 และ Lc. lactisถั่ว cremoris TL4), และ 3 ยีสต์ (Klu. marxianus TY1Saccharomyces unisporus TY2 และ P. fermentans TY3) ถูกแยกจากไต้หวัน viili (Wang et al., 2008, 2011) สิบสี่สายพันธุ์จุลินทรีย์ที่ใช้ในการศึกษานี้ได้รับจากหุ้นชุดวัฒนธรรมของห้องปฏิบัติการของเรา มีการเผยแพร่วัฒนธรรมการทำงานสองครั้งติดต่อกันโดยใช้การ inoculum (vol/vol) 1% ลงในขนาดกลางเจริญเติบโต แบคทีเรียกรดแลกติกทั้งหมดมีอ่างแยกต่างหากใช้ซุป แมนเด Lactobacilli, Rogosa และ Sharpe (นาง) (Difcoห้องปฏิบัติการ ดีทรอยต์ MI) incubated ภายใต้เงื่อนไขแอโรบิก atAggregation ทดลองได้ดำเนินการตามที่อธิบายไว้โดยGolowczyc et al. (2009) พร้อมปรับเปลี่ยน การล้างจุลินทรีย์ขี้ถูกระงับ saline โซลูชันต่าง ๆ ก่อนหน้านี้ปรับค่า pH ระบุ 4.2 และ 6.2 ใช้ 1 M NaOH หรือ HClการแก้ไขปัญหา ในการทดลองทั้งหมด ความเข้มข้นสุดท้ายของการจุลินทรีย์บริการถูกปรับปรุง OD600 ¼ 0.02 1.00 วัดจากเครื่องทดสอบกรดด่าง (Genesys 10 เทอร์โม Spectronic โรเชสเตอร์NY) สำหรับการทดสอบอัตโนมัติรวม จุลินทรีย์ milliliter หนึ่งระงับได้เพิ่มเป็น cuvette และความหนาแน่นออปติคัลที่ 600 nmมีวัดฟิกแบบคงที่สม่ำเสมอ Autoaggregation เปอร์เซ็นต์ได้แสดงออกได้ดังนี้ (สมการ (1)):ÐODi อัตโนมัติรวม¼% ODtÞ = 100 จาก (1)ซึ่งจาก ความหนาแน่นออปติคอลเริ่มต้นของจุลินทรีย์ระงับ และODt คือ ความหนาแน่นออปติคอลหลังจากเวลา tสำหรับการทดลองรวมร่วม แบคทีเรีย milliliter ครึ่งหนึ่งระงับและระงับเชื้อยีสต์ที่ผสมใน cuvette และความหนาแน่นของแสงที่ 600 nm มีวัดฟิกแบบคงที่ปกติช่วงเวลานั้น รวมร่วมเปอร์เซ็นต์ได้แสดงดังนี้(สมการ (2)):Þ%รวมร่วม¼ ½ðOD1 OD2Þ 2ODt =þ ðOD1 OD2Þ 100(2)OD1: ความหนาแน่นออปติคัลของต้องใช้ 1, OD2: ความหนาแน่นออปติคัลของต้องใช้ 2ODt: หนาแน่นออปติคัลต้องใช้ 1 และ 2 ต้องใช้หลังจากเวลา tHydrophobicity ผิวเซลล์จุลินทรีย์ถูก assayed ใช้การพาร์ติชัน two-phase วิธีอธิบายโดย Rosenberg et al. (1980)มีการปรับเปลี่ยนบางอย่าง ความเข้มข้นของจุลินทรีย์ที่ระบบกันสะเทือนถูกปรับปรุงเพื่อการ OD600 0.02 1.00 Milliliter หนึ่งของระงับและ 0.6 ml ของไซ (เอเชียแปซิฟิคพิเศษออสเตรเลีย) ได้ผสมโยคะในหลอดทดสอบกระจกกับแบบ vortexผสมสำหรับ 30 s หลังจากการตกตะกอนใน 30 นาทีให้แบ่งแยกการอควีและไซระยะ ระยะอควีอย่างระมัดระวังโอนย้ายไป cuvette และ OD600 ที่มีวัดค่า ที่hydrophobicity ต้องใช้แต่ละที่แสดงเป็นเปอร์เซ็นต์ของความแตกต่างของความหนาแน่นออปติคัลของเฟสสเอาท์ที่ 600 nmก่อน และหลัง จากที่ผสมกับไซ

ผลลัพธ์ (ไทย) 2:

สี่สายพันธุ์แบคทีเรียกรดแลคติก (Lactobacillus kefiranofaciens
HL1, แลคโตบาซิลลัส kefiri HL2, Leuconostoc mesenteroides HL3 และ
Lactococcus lactis HL4) และสามสายพันธุ์ยีสต์ (Kluyveromyces
marxianus HY1, Saccharomyces turicensis HY2 และ Pichia fermentans
HY3) ได้รับการแยกออกก่อนหน้านี้จากธัญพืช kefir ไต้หวัน
( เฉินและคณะ, 2008;.. วัง et al, 2008) อีกสี่กรดแลคติก
สายพันธุ์แบคทีเรีย (Lc. lactis subsp. cremoris TL1, ลิว. mesenteroides
subsp. mesenteroides TL2, Lc. lactis subsp. cremoris TL3 และ Lc. lactis
subsp. cremoris TL4) และสามสายพันธุ์ยีสต์ (Klu. marxianus TY1 ,
Saccharomyces unisporus TY2 และ P. fermentans TY3) ที่แยกได้
จาก viili ไต้หวัน (Wang et al., 2008, 2011) สิบสี่
สายพันธุ์จุลินทรีย์ที่นำมาใช้ในการศึกษาครั้งนี้ได้รับจากสต็อก
เก็บรวบรวมวัฒนธรรมของห้องปฏิบัติการของเรา วัฒนธรรมการทำงานที่ได้รับการขยายพันธุ์
เป็นครั้งที่สองติดต่อกันโดยใช้ 1% (ปริมาตร / ปริมาตร) หัวเชื้อลงใน
สื่อการเจริญเติบโต ทั้งหมดแบคทีเรียกรดแลคติกที่ถูกเลี้ยงแยกกัน
โดยใช้ Lactobacilli เดอแมน Rogosa และชาร์ป (MRS) น้ำซุป (Difco
ห้องปฏิบัติการ, ดีทรอยต์, MI) บ่มภายใต้เงื่อนไขแอโรบิกการทดลอง atAggregation ได้ดำเนินการตามที่อธิบายไว้โดย
Golowczyc และคณะ (2009) ที่มีการปรับเปลี่ยน ล้างจุลินทรีย์
เม็ดถูกระงับในการแก้ปัญหาที่แตกต่างกันน้ำเกลือก่อนหน้านี้
การปรับค่าพีเอชที่กำหนด 4.2 และ 6.2 โดยใช้ 1 M NaOH หรือ HCl
โซลูชั่น ในการทดลองทุกความเข้มข้นสุดท้ายของจุลินทรีย์
แขวนลอยถูกปรับให้ OD600 ¼ 1.00? 0.02 เป็นวัดโดย
สเปก (Genesys 10S, เทอร์โม Spectronic โรเชสเตอร์,
นิวยอร์ก) สำหรับการทดสอบอัตโนมัติรวมตัวหนึ่งมิลลิลิตรจุลินทรีย์
ระงับถูกบันทึกอยู่ใน cuvette และความหนาแน่นของแสงที่ 600 นาโนเมตร
วัดแบบคงที่ในช่วงเวลาปกติ autoaggregation เปอร์เซ็นต์
ได้แสดงออกดังนี้ (สมการ (1)):
% Auto-การรวม¼ DODI? ODtÞ = ODI 100 (1)
ในกรณีที่ ODI คือความหนาแน่นแสงแรกของการระงับจุลินทรีย์และ
ODT คือความหนาแน่นแสงหลังจากที่เวลา t.
สำหรับการทดลองร่วมการรวมครึ่งหนึ่งมิลลิลิตรแบคทีเรีย
ระงับและระงับยีสต์ถูกผสมใน cuvette และ
ออปติคอล ความหนาแน่นที่ 600 นาโนเมตรวัดแบบคงที่ปกติ
ช่วงเวลา ร่วมการรวมร้อยละได้แสดงออกดังนี้
(สมการ (2)):
% ร่วมการรวม¼½ðOD1þOD2Þ? 2ODt = ðOD1þOD2Þ 100
(2)
OD1: ความหนาแน่นของแสงของสายพันธุ์ที่ 1, OD2: ความหนาแน่นของแสงของสายพันธุ์ที่ 2,
ODT: ความหนาแน่นของแสงของสายพันธุ์ที่ 1 และสายพันธุ์ที่ 2 หลังจากที time.The hydrophobicity ผิวเซลล์ของจุลินทรีย์ได้รับการวิเคราะห์โดยใช้
สอง วิธีพาร์ทิชันเฟสอธิบายโดยโรเซ็นเบิร์กและคณะ (1980)
ที่มีการปรับเปลี่ยนบางอย่าง ความเข้มข้นของจุลินทรีย์
ระงับได้รับการปรับให้ OD600 1.00? 0.02 หนึ่งมิลลิลิตรของ
การระงับและ 0.6 มิลลิลิตรไซลีน (Asia Pacific พิเศษ,
ออสเตรเลีย) ถูกผสมอย่างจริงจังในหลอดทดลองแก้วที่มีน้ำวน
ผสมสำหรับ 30 วินาที หลังจากที่ได้ปักหลักเป็นเวลา 30 นาทีเพื่อให้การแยกตัวของ
น้ำขั้นตอนและไซลีน, เฟสน้ำได้รับการอย่างระมัดระวัง
โอนไป cuvette และค่า OD600 วัด
hydrophobicity ของแต่ละสายพันธุ์ได้รับการแสดงเป็นร้อยละของ
ความแตกต่างในความหนาแน่นของแสงของเฟสน้ำที่ 600 นาโนเมตร
ก่อนและหลังจากที่ถูกผสมกับไซลีน

ผลลัพธ์ (ไทย) 3:

สี่สายพันธุ์ของแบคทีเรียกรดแลคติก ( Lactobacillus kefiranofaciens
hl1 , Lactobacillus kefiri hl2 ลิวโคน ตอคฆ่าเชื้อแล้วผสม , hl3 และ
แลคโตค คัส hl4 lactis ) และ 3 สายพันธุ์ยีสต์ ( kluyveromyces
marxianus hy1 Saccharomyces turicensis hy2 และ pichia fermentans
hy3 ) ได้รับก่อนหน้านี้ที่แยกได้จากเมล็ดคีเฟอร์ไต้หวัน
( Chen et al . , 2008 ; วังและ al . , 2008 ) กรดแลกติก
อีก สี่สายพันธุ์แบคทีเรีย ( LC . lactis subsp . cremoris TL1 ลิว , . ฆ่าเชื้อแล้วผสม
subsp . ฆ่าเชื้อแล้วผสม TL2 LC . lactis subsp . cremoris TL3 , และ LC .
lactis subsp . cremoris tl4 ) และ 3 สายพันธุ์ยีสต์ ( klu . marxianus ty1
Saccharomyces , unisporus ty2 และหน้า fermentans ty3 ) แยก
จากไต้หวัน viili ( Wang et al . , 2008 , 2011 ) 14
สายพันธุ์จุลินทรีย์ที่ใช้ในการศึกษาครั้งนี้ ได้จากหุ้น
วัฒนธรรมคอลเลกชันของห้องปฏิบัติการของเรา วัฒนธรรมงานขยายพันธุ์
สองครั้งติดต่อกันโดยใช้ 1 เปอร์เซ็นต์ ( ปริมาตร / ปริมาตร ) โดยเป็น
ปานกลางการเจริญเติบโต ทั้งหมด ปริมาณเชื้อแลคติกแอซิดแบคทีเรียเลี้ยงต่างหาก
ใช้แลคโตบาซิลไลเดอแมน rogosa และชาร์ป ( นาง ) ซุป ( difco
ห้องปฏิบัติการ , ดีทรอยต์มิ ) บ่มภายใต้เงื่อนไขแอโรบิก ataggregation ทดลองตามที่อธิบายไว้โดย
golowczyc et al . ( 2009 ) ที่มีการปรับเปลี่ยน ล้างจุลินทรีย์
เม็ดถูกระงับในการแก้ปัญหาดินเค็มแตกต่างกันก่อนหน้านี้
ปรับระบุค่า pH ของ 4.2 และ 6.2 ใช้ 1 M NaOH หรือ HCl
โซลูชั่น ในการทดลองทั้งหมดความเข้มข้นสุดท้ายของจุลินทรีย์
ช่วงล่างยังปรับ od600 ¼ 1.00  0.02 เป็นวัดโดย : Spectrophotometer ( เจเนซิส 10s , เทอร์โม spectronic Rochester , NY ,
) สำหรับรถยนต์การตรวจสอบหนึ่งมิลลิลิตรจุลินทรีย์
ช่วงล่างเพิ่มไปยังคิวเวตต์และความหนาแน่นของแสงที่ 600 nm
ถูกวัดด้วย ในช่วงเวลาปกติ ร้อยละ autoaggregation
ได้ดังนี้ ( สมการ ( 1 )
) :% รถยนต์รวม¼ð ODI  odt ODI Þ = 100 ( 1 )
ที่ ODI คือความหนาแน่นเริ่มต้นของช่วงล่างของแสงและ
odt เป็นแสงความหนาแน่นหลังจากเวลา T .
สำหรับ Co รวมการทดลองหนึ่งครึ่งมิลลิลิตรแบคทีเรีย
ระงับและเซลล์ยีสต์มาผสมในคิวเวตต์และ
ซิกแซ็กที่ 600 nm วัดส่วนในช่วงเวลาปกติ

เปอร์เซ็นต์ CO รวมได้ดังนี้
( สมการ ( 2 ) :
% CO รวม¼½ð od1 þ od2 Þ  2odt  = ð od1 þ od2 Þ 100

od1 : แสง ( 2 ) ความหนาแน่นของสายพันธุ์ที่ 1 , od2 : แสงความหนาแน่นของสายพันธุ์ที่ 2
odt : ความหนาแน่นของแสงของสายพันธุ์ 1 และสายพันธุ์ที่ 2 หลัง ทีเวลา ไม่ชอบพื้นผิวเซลล์จุลินทรีย์ซีรั่มใช้
2 วิธีอธิบายโดยพาร์ทิชัน Rosenberg et al . ( 1980 )
กับการปรับเปลี่ยน ความเข้มข้นของสารแขวนลอยจุลินทรีย์
ปรับเป็น od600 1.00  0.02 . หนึ่งมิลลิลิตรของ
ระงับและ 0.6 มิลลิลิตรของไซลีน ( เอเชีย แปซิฟิกพิเศษ
ออสเตรเลีย ) ได้ผสมอย่างแข็งขันในแก้วหลอดทดสอบกับ Vortex
ผสม 30 s . หลังจากตกตะกอนเป็นเวลา 30 นาที เพื่อให้แยก
เฟสน้ำและไซลีน เฟสน้ำรอบคอบ
ย้ายไปยังคิวเวตต์ และค่า od600 คือวัด
ความไม่ชอบของแต่ละสายพันธุ์ถูกแสดงเป็นเปอร์เซ็นต์ของความแตกต่างในความหนาแน่น
แสงของสารละลายที่ระยะ 600 nm
ก่อนและหลังการผสมไซ .