- ข้อความ
- ประวัติศาสตร์
Live rabbits were generated through
Live rabbits were generated through nuclear transfer using adult cells as nuclear donors. We
showed that, in addition to adult cell nuclei, cultured fetal rabbit fibroblasts could support fullterm
embryonic development following nuclear transfer to enucleated oocytes. Following
nuclear transfer, 24.4% (21/86) of resulting embryos developed to the blastocyst stage, and 289
embryos were transferred to oviducts of 11 recipient mothers, resulting in 6 pregnancies. Three
mothers carried the pregnancy to term, and three newborn rabbits were subsequently
delivered by caesarian, one of which survived for more than 4 months. DNA analyses confirmed
that all 3 rabbits were genetically identical to fetal donor cells. This study demonstrated that
rabbits could be cloned from fetal fibroblasts, although at a lower frequency than when using
adult somatic cells as nuclear donors.
© 2008 Elsevier B.V. All rights reserved.
Keywords:
Rabbit
Nuclear transfer
Fetal fibroblast
Reproduction
1. Introduction
Somatic cell nuclear transfer (SCNT) offers newopportunities
for species production and preservation. The rabbit is the
preferredmodel organism for many biomedical and pharmaceutical
studies. Improving the efficiency of rabbit cloning and
understanding mechanisms underlying effective cloning are
important goals in the field (Mitalipov et al., 1999; Ogura et al.,
2000; Dinnyes et al., 2001; Inoue et al., 2002; Yin et al., 2002;
Yang et al., 2007). Rabbits have been cloned fromnuclei of freshly
isolated cumulus cells (Chesne et al., 2002) and adult fibroblasts
(Li et al., 2006). Another goal of cloning is to develop efficient
methods for introducing genes into rabbits for a variety of
applications. In other species, fetal cells are often used for
transgenic manipulation (Schnieke et al.,1997; Cibelli et al.,1998;
Lai et al., 2002; Ramsoondar et al., 2003). Thus, methods for
cloning rabbits fromfetal cellswould contribute to advancements
in rabbit transgenesis as well. However, similar experiments in
the rabbit have not yet been reported (Chesne et al., 2006).
Here, we present methods for cloning live rabbits from
fetal fibroblasts. This will contribute to extending the use of
rabbit models by transgenesis.
2. Materials and methods
Culture media were purchased from Gibco Invitrogen
(Grand Island, NY, USA), unless otherwise noted. Protocols for
animal care, SCNT, embryo transfer and Caesarean delivery of
rabbits were approved by the Ethics Committee, Xinhua
Hospital, Shanghai Jiao Tong University, School of Medicine.
2.1. Preparation of fetal fibroblasts
Skin was isolated from the back of a New Zealand White
fetus on embryonic day 20 (E20). The tissuewas cut into 1mm
cubes, digested with 0.05% trypsin/EDTA for 20 min at 37 °C,
transferred into a 25-cm2 culture flask containing 6–8 ml
DMEM supplemented with 10% fetal calf serum (FCS, Hyclone
Co., Salt Lake City, UT, USA) and cultured at 37 °C in 5% CO2. After
approximately 6 days, cells grewout fromexplants and covered
the flask surface. Cells were then treated with 0.05% trypsin/
EDTA and passaged to 3 new flasks (passage 1). The fetal
fibroblastswere frozen in liquid nitrogen at passage 3 for future
use. To prepare donor cells, 105 fibroblasts from 5–15 passages
Livestock Science 122 (2009) 77–80
⁎ Corresponding author. Center for Developmental Biology, Xinhua
Hospital, Shanghai Jiao Tong University, School of Medicine, Shanghai,
200092, PR China. Tel./fax: +86 21 55570017.
E-mail address: hzsheng2003@yahoo.com (H.Z. Sheng).
1 These authors contributed equally to the paper.
1871-1413/$ – see front matter © 2008 Elsevier B.V. All rights reserved.
doi:10.1016/j.livsci.2008.07.019
showed that, in addition to adult cell nuclei, cultured fetal rabbit fibroblasts could support fullterm
embryonic development following nuclear transfer to enucleated oocytes. Following
nuclear transfer, 24.4% (21/86) of resulting embryos developed to the blastocyst stage, and 289
embryos were transferred to oviducts of 11 recipient mothers, resulting in 6 pregnancies. Three
mothers carried the pregnancy to term, and three newborn rabbits were subsequently
delivered by caesarian, one of which survived for more than 4 months. DNA analyses confirmed
that all 3 rabbits were genetically identical to fetal donor cells. This study demonstrated that
rabbits could be cloned from fetal fibroblasts, although at a lower frequency than when using
adult somatic cells as nuclear donors.
© 2008 Elsevier B.V. All rights reserved.
Keywords:
Rabbit
Nuclear transfer
Fetal fibroblast
Reproduction
1. Introduction
Somatic cell nuclear transfer (SCNT) offers newopportunities
for species production and preservation. The rabbit is the
preferredmodel organism for many biomedical and pharmaceutical
studies. Improving the efficiency of rabbit cloning and
understanding mechanisms underlying effective cloning are
important goals in the field (Mitalipov et al., 1999; Ogura et al.,
2000; Dinnyes et al., 2001; Inoue et al., 2002; Yin et al., 2002;
Yang et al., 2007). Rabbits have been cloned fromnuclei of freshly
isolated cumulus cells (Chesne et al., 2002) and adult fibroblasts
(Li et al., 2006). Another goal of cloning is to develop efficient
methods for introducing genes into rabbits for a variety of
applications. In other species, fetal cells are often used for
transgenic manipulation (Schnieke et al.,1997; Cibelli et al.,1998;
Lai et al., 2002; Ramsoondar et al., 2003). Thus, methods for
cloning rabbits fromfetal cellswould contribute to advancements
in rabbit transgenesis as well. However, similar experiments in
the rabbit have not yet been reported (Chesne et al., 2006).
Here, we present methods for cloning live rabbits from
fetal fibroblasts. This will contribute to extending the use of
rabbit models by transgenesis.
2. Materials and methods
Culture media were purchased from Gibco Invitrogen
(Grand Island, NY, USA), unless otherwise noted. Protocols for
animal care, SCNT, embryo transfer and Caesarean delivery of
rabbits were approved by the Ethics Committee, Xinhua
Hospital, Shanghai Jiao Tong University, School of Medicine.
2.1. Preparation of fetal fibroblasts
Skin was isolated from the back of a New Zealand White
fetus on embryonic day 20 (E20). The tissuewas cut into 1mm
cubes, digested with 0.05% trypsin/EDTA for 20 min at 37 °C,
transferred into a 25-cm2 culture flask containing 6–8 ml
DMEM supplemented with 10% fetal calf serum (FCS, Hyclone
Co., Salt Lake City, UT, USA) and cultured at 37 °C in 5% CO2. After
approximately 6 days, cells grewout fromexplants and covered
the flask surface. Cells were then treated with 0.05% trypsin/
EDTA and passaged to 3 new flasks (passage 1). The fetal
fibroblastswere frozen in liquid nitrogen at passage 3 for future
use. To prepare donor cells, 105 fibroblasts from 5–15 passages
Livestock Science 122 (2009) 77–80
⁎ Corresponding author. Center for Developmental Biology, Xinhua
Hospital, Shanghai Jiao Tong University, School of Medicine, Shanghai,
200092, PR China. Tel./fax: +86 21 55570017.
E-mail address: hzsheng2003@yahoo.com (H.Z. Sheng).
1 These authors contributed equally to the paper.
1871-1413/$ – see front matter © 2008 Elsevier B.V. All rights reserved.
doi:10.1016/j.livsci.2008.07.019
0/5000
Live rabbits were generated through nuclear transfer using adult cells as nuclear donors. We
showed that, in addition to adult cell nuclei, cultured fetal rabbit fibroblasts could support fullterm
embryonic development following nuclear transfer to enucleated oocytes. Following
nuclear transfer, 24.4% (21/86) of resulting embryos developed to the blastocyst stage, and 289
embryos were transferred to oviducts of 11 recipient mothers, resulting in 6 pregnancies. Three
mothers carried the pregnancy to term, and three newborn rabbits were subsequently
delivered by caesarian, one of which survived for more than 4 months. DNA analyses confirmed
that all 3 rabbits were genetically identical to fetal donor cells. This study demonstrated that
rabbits could be cloned from fetal fibroblasts, although at a lower frequency than when using
adult somatic cells as nuclear donors.
© 2008 Elsevier B.V. All rights reserved.
Keywords:
Rabbit
Nuclear transfer
Fetal fibroblast
Reproduction
1. Introduction
Somatic cell nuclear transfer (SCNT) offers newopportunities
for species production and preservation. The rabbit is the
preferredmodel organism for many biomedical and pharmaceutical
studies. Improving the efficiency of rabbit cloning and
understanding mechanisms underlying effective cloning are
important goals in the field (Mitalipov et al., 1999; Ogura et al.,
2000; Dinnyes et al., 2001; Inoue et al., 2002; Yin et al., 2002;
Yang et al., 2007). Rabbits have been cloned fromnuclei of freshly
isolated cumulus cells (Chesne et al., 2002) and adult fibroblasts
(Li et al., 2006). Another goal of cloning is to develop efficient
methods for introducing genes into rabbits for a variety of
applications. In other species, fetal cells are often used for
transgenic manipulation (Schnieke et al.,1997; Cibelli et al.,1998;
Lai et al., 2002; Ramsoondar et al., 2003). Thus, methods for
cloning rabbits fromfetal cellswould contribute to advancements
in rabbit transgenesis as well. However, similar experiments in
the rabbit have not yet been reported (Chesne et al., 2006).
Here, we present methods for cloning live rabbits from
fetal fibroblasts. This will contribute to extending the use of
rabbit models by transgenesis.
2. Materials and methods
Culture media were purchased from Gibco Invitrogen
(Grand Island, NY, USA), unless otherwise noted. Protocols for
animal care, SCNT, embryo transfer and Caesarean delivery of
rabbits were approved by the Ethics Committee, Xinhua
Hospital, Shanghai Jiao Tong University, School of Medicine.
2.1. Preparation of fetal fibroblasts
Skin was isolated from the back of a New Zealand White
fetus on embryonic day 20 (E20). The tissuewas cut into 1mm
cubes, digested with 0.05% trypsin/EDTA for 20 min at 37 °C,
transferred into a 25-cm2 culture flask containing 6–8 ml
DMEM supplemented with 10% fetal calf serum (FCS, Hyclone
Co., Salt Lake City, UT, USA) and cultured at 37 °C in 5% CO2. After
approximately 6 days, cells grewout fromexplants and covered
the flask surface. Cells were then treated with 0.05% trypsin/
EDTA and passaged to 3 new flasks (passage 1). The fetal
fibroblastswere frozen in liquid nitrogen at passage 3 for future
use. To prepare donor cells, 105 fibroblasts from 5–15 passages
Livestock Science 122 (2009) 77–80
⁎ Corresponding author. Center for Developmental Biology, Xinhua
Hospital, Shanghai Jiao Tong University, School of Medicine, Shanghai,
200092, PR China. Tel./fax: +86 21 55570017.
E-mail address: hzsheng2003@yahoo.com (H.Z. Sheng).
1 These authors contributed equally to the paper.
1871-1413/$ – see front matter © 2008 Elsevier B.V. All rights reserved.
doi:10.1016/j.livsci.2008.07.019
showed that, in addition to adult cell nuclei, cultured fetal rabbit fibroblasts could support fullterm
embryonic development following nuclear transfer to enucleated oocytes. Following
nuclear transfer, 24.4% (21/86) of resulting embryos developed to the blastocyst stage, and 289
embryos were transferred to oviducts of 11 recipient mothers, resulting in 6 pregnancies. Three
mothers carried the pregnancy to term, and three newborn rabbits were subsequently
delivered by caesarian, one of which survived for more than 4 months. DNA analyses confirmed
that all 3 rabbits were genetically identical to fetal donor cells. This study demonstrated that
rabbits could be cloned from fetal fibroblasts, although at a lower frequency than when using
adult somatic cells as nuclear donors.
© 2008 Elsevier B.V. All rights reserved.
Keywords:
Rabbit
Nuclear transfer
Fetal fibroblast
Reproduction
1. Introduction
Somatic cell nuclear transfer (SCNT) offers newopportunities
for species production and preservation. The rabbit is the
preferredmodel organism for many biomedical and pharmaceutical
studies. Improving the efficiency of rabbit cloning and
understanding mechanisms underlying effective cloning are
important goals in the field (Mitalipov et al., 1999; Ogura et al.,
2000; Dinnyes et al., 2001; Inoue et al., 2002; Yin et al., 2002;
Yang et al., 2007). Rabbits have been cloned fromnuclei of freshly
isolated cumulus cells (Chesne et al., 2002) and adult fibroblasts
(Li et al., 2006). Another goal of cloning is to develop efficient
methods for introducing genes into rabbits for a variety of
applications. In other species, fetal cells are often used for
transgenic manipulation (Schnieke et al.,1997; Cibelli et al.,1998;
Lai et al., 2002; Ramsoondar et al., 2003). Thus, methods for
cloning rabbits fromfetal cellswould contribute to advancements
in rabbit transgenesis as well. However, similar experiments in
the rabbit have not yet been reported (Chesne et al., 2006).
Here, we present methods for cloning live rabbits from
fetal fibroblasts. This will contribute to extending the use of
rabbit models by transgenesis.
2. Materials and methods
Culture media were purchased from Gibco Invitrogen
(Grand Island, NY, USA), unless otherwise noted. Protocols for
animal care, SCNT, embryo transfer and Caesarean delivery of
rabbits were approved by the Ethics Committee, Xinhua
Hospital, Shanghai Jiao Tong University, School of Medicine.
2.1. Preparation of fetal fibroblasts
Skin was isolated from the back of a New Zealand White
fetus on embryonic day 20 (E20). The tissuewas cut into 1mm
cubes, digested with 0.05% trypsin/EDTA for 20 min at 37 °C,
transferred into a 25-cm2 culture flask containing 6–8 ml
DMEM supplemented with 10% fetal calf serum (FCS, Hyclone
Co., Salt Lake City, UT, USA) and cultured at 37 °C in 5% CO2. After
approximately 6 days, cells grewout fromexplants and covered
the flask surface. Cells were then treated with 0.05% trypsin/
EDTA and passaged to 3 new flasks (passage 1). The fetal
fibroblastswere frozen in liquid nitrogen at passage 3 for future
use. To prepare donor cells, 105 fibroblasts from 5–15 passages
Livestock Science 122 (2009) 77–80
⁎ Corresponding author. Center for Developmental Biology, Xinhua
Hospital, Shanghai Jiao Tong University, School of Medicine, Shanghai,
200092, PR China. Tel./fax: +86 21 55570017.
E-mail address: hzsheng2003@yahoo.com (H.Z. Sheng).
1 These authors contributed equally to the paper.
1871-1413/$ – see front matter © 2008 Elsevier B.V. All rights reserved.
doi:10.1016/j.livsci.2008.07.019
การแปล กรุณารอสักครู่..
กระต่ายสดถูกสร้างขึ้นโดยโอนผ่านนิวเคลียร์โดยใช้เซลล์ผู้ใหญ่เป็นผู้บริจาคนิวเคลียร์ เรา
แสดงให้เห็นว่านอกเหนือไปจากนิวเคลียสของเซลล์ผู้ใหญ่เพาะเลี้ยงเซลล์กระต่ายของทารกในครรภ์ได้รับการสนับสนุนครบ
พัฒนาของตัวอ่อนต่อไปนี้การถ่ายโอนนิวเคลียร์ enucleated เซลล์ไข่ ต่อไปนี้
การถ่ายโอนนิวเคลียร์ 24.4% (21/86) ของตัวอ่อนที่เกิดการพัฒนาขึ้นมาบนเวทีตัวอ่อนและ 289
ตัวอ่อนถูกโอนไปยังท่อนำไข่ของแม่ 11 ผู้รับผลใน 6 ของการตั้งครรภ์ สาม
แม่ดำเนินการตั้งครรภ์ถึงระยะและสามกระต่ายแรกเกิดถูกต่อมา
ส่งโดย caesarian หนึ่งที่รอดชีวิตมานานกว่า 4 เดือน วิเคราะห์ดีเอ็นเอยืนยัน
ว่าทั้งหมด 3 กระต่ายมีพันธุกรรมเหมือนกับเซลล์บริจาคของทารกในครรภ์ การศึกษาครั้งนี้แสดงให้เห็นว่า
กระต่ายจะได้รับการโคลนจากเซลล์ของทารกในครรภ์แม้ว่าที่ความถี่ต่ำกว่าเมื่อใช้
เซลล์ร่างกายของผู้ใหญ่เป็นผู้บริจาคนิวเคลียร์.
© 2008 Elsevier BV สงวนลิขสิทธิ์.
คำสำคัญ:
กระต่าย
โอนนิวเคลียร์
fibroblast ของทารกในครรภ์
สืบพันธุ์
1 บทนำ
การคลอดยาก (SCNT) เสนอ newopportunities
สำหรับการผลิตสายพันธุ์และการดูแลรักษา กระต่ายเป็น
ชีวิต preferredmodel สำหรับทางการแพทย์และยาหลาย
การศึกษา การปรับปรุงประสิทธิภาพของการโคลนกระต่ายและ
ทำความเข้าใจกลไกการโคลนที่มีประสิทธิภาพ
เป้าหมายที่สำคัญในสนาม (Mitalipov, et al, 1999;. Ogura, et al.
2000;. Dinnyes, et al, 2001; อิโนอุเอะและคณะ, 2002;. หยินและคณะ . 2002;
. ยาง et al, 2007) กระต่ายได้รับการโคลน fromnuclei ของสดใหม่
ที่คัดแยกเซลล์คิวมูลัส (Chesne et al., 2002) และรบราผู้ใหญ่
(Li et al., 2006) เป้าหมายของการโคลนอีกประการหนึ่งคือการพัฒนาที่มีประสิทธิภาพ
วิธีการสำหรับการแนะนำยีนเป็นกระต่ายเพื่อความหลากหลายของ
การใช้งาน ในสายพันธุ์อื่น ๆ เซลล์ของทารกในครรภ์มักจะใช้สำหรับ
การจัดการดัดแปรพันธุกรรม (Schnieke et al, 1997;. Cibelli et al, 1998;.
. ลาย et al, 2002;. Ramsoondar et al, 2003) ดังนั้นวิธีการ
โคลน cellswould fromfetal กระต่ายนำไปสู่ความก้าวหน้า
ใน transgenesis กระต่ายเช่นกัน อย่างไรก็ตามการทดลองที่คล้ายกันใน
กระต่ายยังไม่ได้รับรายงาน (Chesne et al., 2006).
ที่นี่เรานำเสนอวิธีการในการโคลนกระต่ายสดจาก
เซลล์ของทารกในครรภ์ นี้จะช่วยให้การขยายการใช้งานของ
รุ่นกระต่ายโดย transgenesis.
2 วัสดุและวิธีการ
สื่อวัฒนธรรมที่ซื้อมาจาก Gibco Invitrogen
(Grand Island, NY, USA), ยกเว้นที่ระบุไว้เป็นอย่างอื่น โปรโตคอลสำหรับการ
ดูแลสัตว์ SCNT, ย้ายตัวอ่อนและการส่งมอบของซีซาร์
กระต่ายได้รับอนุมัติจากคณะกรรมการจริยธรรม, Xinhua
โรงพยาบาลมหาวิทยาลัย Shanghai Jiao Tong, โรงเรียนแพทย์.
2.1 การเตรียมเซลล์ของทารกในครรภ์
ผิวถูกแยกออกมาจากด้านหลังของนิวซีแลนด์ขาว
ทารกในครรภ์ในวันตัวอ่อน 20 (E20) tissuewas ตัดเป็น 1mm
ก้อนย่อยด้วย trypsin 0.05% / EDTA เป็นเวลา 20 นาทีที่อุณหภูมิ 37 องศาเซลเซียส
โอนเข้าไปในขวดวัฒนธรรม 25 cm2 มี 6-8 มล
DMEM เสริมด้วย 10% ซีรั่มลูกวัวของทารกในครรภ์ (FCS, Hyclone
Co. , Salt Lake City, ยูทาห์สหรัฐอเมริกา) และเพาะเลี้ยงที่อุณหภูมิ 37 ° C ใน CO2 5% หลังจากที่
ประมาณ 6 วันเซลล์ grewout fromexplants และปกคลุม
พื้นผิวขวด เซลล์ได้รับการรักษาแล้วด้วย trypsin 0.05% /
EDTA และ passaged ถึง 3 ขวดใหม่ (ผ่าน 1) ทารกในครรภ์
fibroblastswere แช่แข็งในไนโตรเจนเหลวที่ทาง 3 สำหรับอนาคต
การใช้งาน เพื่อเตรียมความพร้อมผู้บริจาคเซลล์, 105 รบรา 5-15 passages
ปศุสัตว์วิทยาศาสตร์ 122 (2009) 77-80
⁎ผู้เขียนสอดคล้องกัน ศูนย์ชีววิทยาพัฒนาการ Xinhua
โรงพยาบาลมหาวิทยาลัย Shanghai Jiao Tong, โรงเรียนแพทย์, Shanghai,
200092, PR China . โทร. / โทรสาร: +86 21 55570017
. อีเมล์: hzsheng2003@yahoo.com (HZ Sheng)
1 ผู้เขียนเหล่านี้มีส่วนอย่างเท่าเทียมกันกับกระดาษ.
1871-1413 / $ - ดูเรื่องด้านหน้า© 2008 Elsevier BV สงวนลิขสิทธิ์ .
ดอย: 10.1016 / j.livsci.2008.07.019
แสดงให้เห็นว่านอกเหนือไปจากนิวเคลียสของเซลล์ผู้ใหญ่เพาะเลี้ยงเซลล์กระต่ายของทารกในครรภ์ได้รับการสนับสนุนครบ
พัฒนาของตัวอ่อนต่อไปนี้การถ่ายโอนนิวเคลียร์ enucleated เซลล์ไข่ ต่อไปนี้
การถ่ายโอนนิวเคลียร์ 24.4% (21/86) ของตัวอ่อนที่เกิดการพัฒนาขึ้นมาบนเวทีตัวอ่อนและ 289
ตัวอ่อนถูกโอนไปยังท่อนำไข่ของแม่ 11 ผู้รับผลใน 6 ของการตั้งครรภ์ สาม
แม่ดำเนินการตั้งครรภ์ถึงระยะและสามกระต่ายแรกเกิดถูกต่อมา
ส่งโดย caesarian หนึ่งที่รอดชีวิตมานานกว่า 4 เดือน วิเคราะห์ดีเอ็นเอยืนยัน
ว่าทั้งหมด 3 กระต่ายมีพันธุกรรมเหมือนกับเซลล์บริจาคของทารกในครรภ์ การศึกษาครั้งนี้แสดงให้เห็นว่า
กระต่ายจะได้รับการโคลนจากเซลล์ของทารกในครรภ์แม้ว่าที่ความถี่ต่ำกว่าเมื่อใช้
เซลล์ร่างกายของผู้ใหญ่เป็นผู้บริจาคนิวเคลียร์.
© 2008 Elsevier BV สงวนลิขสิทธิ์.
คำสำคัญ:
กระต่าย
โอนนิวเคลียร์
fibroblast ของทารกในครรภ์
สืบพันธุ์
1 บทนำ
การคลอดยาก (SCNT) เสนอ newopportunities
สำหรับการผลิตสายพันธุ์และการดูแลรักษา กระต่ายเป็น
ชีวิต preferredmodel สำหรับทางการแพทย์และยาหลาย
การศึกษา การปรับปรุงประสิทธิภาพของการโคลนกระต่ายและ
ทำความเข้าใจกลไกการโคลนที่มีประสิทธิภาพ
เป้าหมายที่สำคัญในสนาม (Mitalipov, et al, 1999;. Ogura, et al.
2000;. Dinnyes, et al, 2001; อิโนอุเอะและคณะ, 2002;. หยินและคณะ . 2002;
. ยาง et al, 2007) กระต่ายได้รับการโคลน fromnuclei ของสดใหม่
ที่คัดแยกเซลล์คิวมูลัส (Chesne et al., 2002) และรบราผู้ใหญ่
(Li et al., 2006) เป้าหมายของการโคลนอีกประการหนึ่งคือการพัฒนาที่มีประสิทธิภาพ
วิธีการสำหรับการแนะนำยีนเป็นกระต่ายเพื่อความหลากหลายของ
การใช้งาน ในสายพันธุ์อื่น ๆ เซลล์ของทารกในครรภ์มักจะใช้สำหรับ
การจัดการดัดแปรพันธุกรรม (Schnieke et al, 1997;. Cibelli et al, 1998;.
. ลาย et al, 2002;. Ramsoondar et al, 2003) ดังนั้นวิธีการ
โคลน cellswould fromfetal กระต่ายนำไปสู่ความก้าวหน้า
ใน transgenesis กระต่ายเช่นกัน อย่างไรก็ตามการทดลองที่คล้ายกันใน
กระต่ายยังไม่ได้รับรายงาน (Chesne et al., 2006).
ที่นี่เรานำเสนอวิธีการในการโคลนกระต่ายสดจาก
เซลล์ของทารกในครรภ์ นี้จะช่วยให้การขยายการใช้งานของ
รุ่นกระต่ายโดย transgenesis.
2 วัสดุและวิธีการ
สื่อวัฒนธรรมที่ซื้อมาจาก Gibco Invitrogen
(Grand Island, NY, USA), ยกเว้นที่ระบุไว้เป็นอย่างอื่น โปรโตคอลสำหรับการ
ดูแลสัตว์ SCNT, ย้ายตัวอ่อนและการส่งมอบของซีซาร์
กระต่ายได้รับอนุมัติจากคณะกรรมการจริยธรรม, Xinhua
โรงพยาบาลมหาวิทยาลัย Shanghai Jiao Tong, โรงเรียนแพทย์.
2.1 การเตรียมเซลล์ของทารกในครรภ์
ผิวถูกแยกออกมาจากด้านหลังของนิวซีแลนด์ขาว
ทารกในครรภ์ในวันตัวอ่อน 20 (E20) tissuewas ตัดเป็น 1mm
ก้อนย่อยด้วย trypsin 0.05% / EDTA เป็นเวลา 20 นาทีที่อุณหภูมิ 37 องศาเซลเซียส
โอนเข้าไปในขวดวัฒนธรรม 25 cm2 มี 6-8 มล
DMEM เสริมด้วย 10% ซีรั่มลูกวัวของทารกในครรภ์ (FCS, Hyclone
Co. , Salt Lake City, ยูทาห์สหรัฐอเมริกา) และเพาะเลี้ยงที่อุณหภูมิ 37 ° C ใน CO2 5% หลังจากที่
ประมาณ 6 วันเซลล์ grewout fromexplants และปกคลุม
พื้นผิวขวด เซลล์ได้รับการรักษาแล้วด้วย trypsin 0.05% /
EDTA และ passaged ถึง 3 ขวดใหม่ (ผ่าน 1) ทารกในครรภ์
fibroblastswere แช่แข็งในไนโตรเจนเหลวที่ทาง 3 สำหรับอนาคต
การใช้งาน เพื่อเตรียมความพร้อมผู้บริจาคเซลล์, 105 รบรา 5-15 passages
ปศุสัตว์วิทยาศาสตร์ 122 (2009) 77-80
⁎ผู้เขียนสอดคล้องกัน ศูนย์ชีววิทยาพัฒนาการ Xinhua
โรงพยาบาลมหาวิทยาลัย Shanghai Jiao Tong, โรงเรียนแพทย์, Shanghai,
200092, PR China . โทร. / โทรสาร: +86 21 55570017
. อีเมล์: hzsheng2003@yahoo.com (HZ Sheng)
1 ผู้เขียนเหล่านี้มีส่วนอย่างเท่าเทียมกันกับกระดาษ.
1871-1413 / $ - ดูเรื่องด้านหน้า© 2008 Elsevier BV สงวนลิขสิทธิ์ .
ดอย: 10.1016 / j.livsci.2008.07.019
การแปล กรุณารอสักครู่..
กระต่ายอยู่ถูกสร้างขึ้นผ่านการใช้นิวเคลียร์นิวเคลียร์เซลล์ผู้ใหญ่เป็นผู้บริจาค เรา
พบว่า นอกจากผู้ใหญ่เซลล์นิวเคลียสเลี้ยงกระต่ายได้สนับสนุนการพัฒนาตัวอ่อนของทารกในครรภ์จากสังกัด
ต่อไปนี้นิวเคลียร์โอน enucleated ไข่ . ต่อไปนี้
โอนนิวเคลียร์ ถ % ( 21 / 86 ) ของการพัฒนาตัวอ่อนระยะบลาสโตซิส ส่งผลให้ และ 289
เมื่อมีการโอนแบ่ง 11 มารดาผู้รับผล 6 การตั้งครรภ์ มารดา 3
อุ้มการตั้งครรภ์ระยะและสามกระต่ายทารกแรกเกิดในภายหลัง
ส่งโดยผ่า ซึ่งรอดมาได้กว่า 4 เดือน การวิเคราะห์ดีเอ็นเอยืนยัน
ที่ 3 กระต่ายพันธุกรรมเหมือนกับเซลล์ของทารกในครรภ์ . การศึกษานี้แสดงให้เห็นว่า
กระต่ายสามารถโคลนของไฟโบรบลาส แม้ว่าที่ความถี่ต่ำกว่าเมื่อใช้
ผู้ใหญ่เทียนอบเป็นนิวเคลียร์สามารถนำเสนอผู้บริจาค
© 2008 สงวนลิขสิทธิ์ คำหลัก :
โอนของกระต่ายนิวเคลียร์ส่วนการสืบพันธุ์
1 บทนำ
โซมาติคเซลล์นิวเคลียร์โอน ( scnt ) มี newopportunities
การผลิตพันธุ์และการเก็บรักษา กระต่ายเป็น
สิ่งมีชีวิต preferredmodel หลายชีวการแพทย์และเภสัชกรรม
ศึกษา การปรับปรุงประสิทธิภาพของกระต่ายและกลไกที่มีประสิทธิภาพการโคลนนิ่งมีความเข้าใจพื้นฐาน
เป้าหมายสำคัญในฟิลด์ ( mitalipov et al . , 1999 ; โอกุระ et al . ,
2000 ; dinnyes et al . , 2001 ; อิโนะอุเอะ et al . , 2002 ; Yin et al . , 2002 ;
หยาง et al . , 2007 ) กระต่ายมีโคลน fromnuclei สดๆ
แยกเซลล์คิวมูลัส ( chesne et al . , 2002 ) และผู้ใหญ่จาก
( Li et al . , 2006 ) เป้าหมายของการโคลนเพื่อพัฒนาวิธีการที่มีประสิทธิภาพสำหรับการนำยีนเข้าไปในกระต่าย
สำหรับความหลากหลายของการใช้งาน ในเซลล์ชนิดอื่น ๆของทารกในครรภ์ มักใช้
การจัดการพันธุกรรม ( schnieke et al . , 1997 ; cibelli et al . , 1998 ;
ลาย et al . , 2002 ; ramsoondar et al . , 2003 ) ดังนั้นวิธีการ
การโคลนกระต่าย fromfetal cellswould สนับสนุนความก้าวหน้า
กระต่าย transgenesis เช่นกัน อย่างไรก็ตาม การทดลองที่คล้ายกันใน
กระต่ายยังไม่ได้รับรายงาน ( chesne et al . , 2006 ) .
ที่นี่ เรานำเสนอวิธีการสำหรับการโคลนกระต่ายสดจาก
ทารกในครรภ์จาก . นี้จะช่วยขยายการใช้โมเดลกระต่ายโดย transgenesis
.
2 วัสดุและวิธีการ
สื่อวัฒนธรรม ซื้อมาจาก gibco Invitrogen
( Grand Island , NY , USA ) , เว้นแต่จะระบุไว้เป็นอย่างอื่น โปรโตคอลสำหรับ
ดูแลสัตว์ scnt ตัวอ่อน , การโอนและการส่งมอบ
ับกระต่ายได้รับอนุมัติจากคณะกรรมการจริยธรรม โรงพยาบาล Xinhua
, มหาวิทยาลัยเซี่ยงไฮ้เจียวทง โรงเรียนการแพทย์
2.1 . การเตรียมการของทารกในครรภ์จาก
ผิวถูกแยกจากด้านหลังของนิวซีแลนด์ขาว
ทารกในครรภ์ในวันตัวอ่อน 20 ( ประมาณการ ) การ tissuewas ตัด 1mm
ก้อนย่อยด้วยเอนไซม์ / EDTA 0.05% สำหรับ 20 นาทีที่ 37 ° C ,
ถ่ายโอนลงในขวดที่มี 25-cm2 วัฒนธรรม 6 – 8 ml
dmem เสริม 10% เซรั่มของลูกวัว ( FCS hyclone
, จำกัด , Salt Lake City , ยูทาห์ , สหรัฐอเมริกา ) และเพาะเลี้ยงที่อุณหภูมิ 37 องศา C ในคาร์บอนไดออกไซด์ 5% หลังจาก
ประมาณ 6 วัน เซลล์ grewout fromexplants และปกคลุม
ผิวขวดเซลล์ จึงรักษาด้วย EDTA 0.05% และทริป /
passaged 3 ขวดใหม่ ( เส้นทางที่ 1 ) การ fibroblastswere แช่แข็งในไนโตรเจนเหลวที่ทารกในครรภ์
3 Passage สำหรับใช้ในอนาคต
การเตรียมเซลล์ไฟโบรบลาสต์จาก 105 , 5 – 15 หัวข้อ
ปศุสัตว์วิทยาศาสตร์ 122 ( 2009 ) 77 - 80
⁎ที่สอดคล้องกันของผู้เขียน ศูนย์ชีววิทยาพัฒนาการ โรงพยาบาล Xinhua
, มหาวิทยาลัยเซี่ยงไฮ้เจียวทง สำนักวิชาแพทยศาสตร์เซี่ยงไฮ้ ,
200092 , ประชาสัมพันธ์ประเทศจีน โทร . / โทรสาร : 86 21 55570017 .
e - mail address : hzsheng2003@yahoo.com ( h.z. Sheng )
1 ผู้เขียนเหล่านี้สนับสนุนพอๆ กับกระดาษ .
1871-1413 / $ ) เห็นหน้าเรื่อง© 2008 สามารถนำเสนอทั้งหมดสงวนสิทธิ์ .
ดอย : 10.1016/j.livsci.2008.07.019
พบว่า นอกจากผู้ใหญ่เซลล์นิวเคลียสเลี้ยงกระต่ายได้สนับสนุนการพัฒนาตัวอ่อนของทารกในครรภ์จากสังกัด
ต่อไปนี้นิวเคลียร์โอน enucleated ไข่ . ต่อไปนี้
โอนนิวเคลียร์ ถ % ( 21 / 86 ) ของการพัฒนาตัวอ่อนระยะบลาสโตซิส ส่งผลให้ และ 289
เมื่อมีการโอนแบ่ง 11 มารดาผู้รับผล 6 การตั้งครรภ์ มารดา 3
อุ้มการตั้งครรภ์ระยะและสามกระต่ายทารกแรกเกิดในภายหลัง
ส่งโดยผ่า ซึ่งรอดมาได้กว่า 4 เดือน การวิเคราะห์ดีเอ็นเอยืนยัน
ที่ 3 กระต่ายพันธุกรรมเหมือนกับเซลล์ของทารกในครรภ์ . การศึกษานี้แสดงให้เห็นว่า
กระต่ายสามารถโคลนของไฟโบรบลาส แม้ว่าที่ความถี่ต่ำกว่าเมื่อใช้
ผู้ใหญ่เทียนอบเป็นนิวเคลียร์สามารถนำเสนอผู้บริจาค
© 2008 สงวนลิขสิทธิ์ คำหลัก :
โอนของกระต่ายนิวเคลียร์ส่วนการสืบพันธุ์
1 บทนำ
โซมาติคเซลล์นิวเคลียร์โอน ( scnt ) มี newopportunities
การผลิตพันธุ์และการเก็บรักษา กระต่ายเป็น
สิ่งมีชีวิต preferredmodel หลายชีวการแพทย์และเภสัชกรรม
ศึกษา การปรับปรุงประสิทธิภาพของกระต่ายและกลไกที่มีประสิทธิภาพการโคลนนิ่งมีความเข้าใจพื้นฐาน
เป้าหมายสำคัญในฟิลด์ ( mitalipov et al . , 1999 ; โอกุระ et al . ,
2000 ; dinnyes et al . , 2001 ; อิโนะอุเอะ et al . , 2002 ; Yin et al . , 2002 ;
หยาง et al . , 2007 ) กระต่ายมีโคลน fromnuclei สดๆ
แยกเซลล์คิวมูลัส ( chesne et al . , 2002 ) และผู้ใหญ่จาก
( Li et al . , 2006 ) เป้าหมายของการโคลนเพื่อพัฒนาวิธีการที่มีประสิทธิภาพสำหรับการนำยีนเข้าไปในกระต่าย
สำหรับความหลากหลายของการใช้งาน ในเซลล์ชนิดอื่น ๆของทารกในครรภ์ มักใช้
การจัดการพันธุกรรม ( schnieke et al . , 1997 ; cibelli et al . , 1998 ;
ลาย et al . , 2002 ; ramsoondar et al . , 2003 ) ดังนั้นวิธีการ
การโคลนกระต่าย fromfetal cellswould สนับสนุนความก้าวหน้า
กระต่าย transgenesis เช่นกัน อย่างไรก็ตาม การทดลองที่คล้ายกันใน
กระต่ายยังไม่ได้รับรายงาน ( chesne et al . , 2006 ) .
ที่นี่ เรานำเสนอวิธีการสำหรับการโคลนกระต่ายสดจาก
ทารกในครรภ์จาก . นี้จะช่วยขยายการใช้โมเดลกระต่ายโดย transgenesis
.
2 วัสดุและวิธีการ
สื่อวัฒนธรรม ซื้อมาจาก gibco Invitrogen
( Grand Island , NY , USA ) , เว้นแต่จะระบุไว้เป็นอย่างอื่น โปรโตคอลสำหรับ
ดูแลสัตว์ scnt ตัวอ่อน , การโอนและการส่งมอบ
ับกระต่ายได้รับอนุมัติจากคณะกรรมการจริยธรรม โรงพยาบาล Xinhua
, มหาวิทยาลัยเซี่ยงไฮ้เจียวทง โรงเรียนการแพทย์
2.1 . การเตรียมการของทารกในครรภ์จาก
ผิวถูกแยกจากด้านหลังของนิวซีแลนด์ขาว
ทารกในครรภ์ในวันตัวอ่อน 20 ( ประมาณการ ) การ tissuewas ตัด 1mm
ก้อนย่อยด้วยเอนไซม์ / EDTA 0.05% สำหรับ 20 นาทีที่ 37 ° C ,
ถ่ายโอนลงในขวดที่มี 25-cm2 วัฒนธรรม 6 – 8 ml
dmem เสริม 10% เซรั่มของลูกวัว ( FCS hyclone
, จำกัด , Salt Lake City , ยูทาห์ , สหรัฐอเมริกา ) และเพาะเลี้ยงที่อุณหภูมิ 37 องศา C ในคาร์บอนไดออกไซด์ 5% หลังจาก
ประมาณ 6 วัน เซลล์ grewout fromexplants และปกคลุม
ผิวขวดเซลล์ จึงรักษาด้วย EDTA 0.05% และทริป /
passaged 3 ขวดใหม่ ( เส้นทางที่ 1 ) การ fibroblastswere แช่แข็งในไนโตรเจนเหลวที่ทารกในครรภ์
3 Passage สำหรับใช้ในอนาคต
การเตรียมเซลล์ไฟโบรบลาสต์จาก 105 , 5 – 15 หัวข้อ
ปศุสัตว์วิทยาศาสตร์ 122 ( 2009 ) 77 - 80
⁎ที่สอดคล้องกันของผู้เขียน ศูนย์ชีววิทยาพัฒนาการ โรงพยาบาล Xinhua
, มหาวิทยาลัยเซี่ยงไฮ้เจียวทง สำนักวิชาแพทยศาสตร์เซี่ยงไฮ้ ,
200092 , ประชาสัมพันธ์ประเทศจีน โทร . / โทรสาร : 86 21 55570017 .
e - mail address : hzsheng2003@yahoo.com ( h.z. Sheng )
1 ผู้เขียนเหล่านี้สนับสนุนพอๆ กับกระดาษ .
1871-1413 / $ ) เห็นหน้าเรื่อง© 2008 สามารถนำเสนอทั้งหมดสงวนสิทธิ์ .
ดอย : 10.1016/j.livsci.2008.07.019
การแปล กรุณารอสักครู่..
ภาษาอื่น ๆ
การสนับสนุนเครื่องมือแปลภาษา: กรีก, กันนาดา, กาลิเชียน, คลิงออน, คอร์สิกา, คาซัค, คาตาลัน, คินยารวันดา, คีร์กิซ, คุชราต, จอร์เจีย, จีน, จีนดั้งเดิม, ชวา, ชิเชวา, ซามัว, ซีบัวโน, ซุนดา, ซูลู, ญี่ปุ่น, ดัตช์, ตรวจหาภาษา, ตุรกี, ทมิฬ, ทาจิก, ทาทาร์, นอร์เวย์, บอสเนีย, บัลแกเรีย, บาสก์, ปัญจาป, ฝรั่งเศส, พาชตู, ฟริเชียน, ฟินแลนด์, ฟิลิปปินส์, ภาษาอินโดนีเซี, มองโกเลีย, มัลทีส, มาซีโดเนีย, มาราฐี, มาลากาซี, มาลายาลัม, มาเลย์, ม้ง, ยิดดิช, ยูเครน, รัสเซีย, ละติน, ลักเซมเบิร์ก, ลัตเวีย, ลาว, ลิทัวเนีย, สวาฮิลี, สวีเดน, สิงหล, สินธี, สเปน, สโลวัก, สโลวีเนีย, อังกฤษ, อัมฮาริก, อาร์เซอร์ไบจัน, อาร์เมเนีย, อาหรับ, อิกโบ, อิตาลี, อุยกูร์, อุสเบกิสถาน, อูรดู, ฮังการี, ฮัวซา, ฮาวาย, ฮินดี, ฮีบรู, เกลิกสกอต, เกาหลี, เขมร, เคิร์ด, เช็ก, เซอร์เบียน, เซโซโท, เดนมาร์ก, เตลูกู, เติร์กเมน, เนปาล, เบงกอล, เบลารุส, เปอร์เซีย, เมารี, เมียนมา (พม่า), เยอรมัน, เวลส์, เวียดนาม, เอสเปอแรนโต, เอสโทเนีย, เฮติครีโอล, แอฟริกา, แอลเบเนีย, โคซา, โครเอเชีย, โชนา, โซมาลี, โปรตุเกส, โปแลนด์, โยรูบา, โรมาเนีย, โอเดีย (โอริยา), ไทย, ไอซ์แลนด์, ไอร์แลนด์, การแปลภาษา.
- เมื่อคุณอยู่กับฉันที่เมืองไทย ฉันไม่มีรถ
- if that is true,three are a lot of dull
- so blue
- Antibacterial Potential of Rhinacanthus
- Brother dai
- CALIBRATION OF A DOBSON SPECTROPHOTOMETE
- ถ้าง่วงนอนก็จอดรถไปล้างหน้าหรือหาอะไรกิน
- คงไม่ใช่แบบนี้นะ
- กรอบรูป กล่อง และสมุดโน๊ตที่ทำมาจากใยสับ
- ที่บริษัทกำหนดไว้
- Besides, they need each other, as they f
- ไม่วางสายได้ไหม
- calculated
- เขาเดินอยู่ในเขตก่อสร้าง โดยเขาไม่ได้สวม
- It is called the Ministry of Commerce an
- ฉันไม่ค่อยได้ยินคุณ
- เพราะฉันอยากคุยกับคุณ
- เราจะทำไม่ทัน
- แหนบรถยนต์
- I just finish clean my condo and take a
- รถตัก
- learnd helpessness relates to poor grade
- คุณรุ้จักปฃา ชะโดไหม
- Do you want to play the story?
