peeled and cut into about 4 mm slic

peeled and cut into about 4 mm slices with a stainless steel knife. The slices were put into a glass container sealed with rubber plug. H2Sgaswithpurityof99.99%(TianjinSaiteerSpecialGasesCo.,Ltd, Tianjin, China) was injected into the glass container with an injec- tor through the rubber plug to the ﬁnal concentrations of 0, 10, 15, 20llL1. The lotus root slices were fumigated with H2S gas at 25C for 30 min. The slices not fumigated with H2S gas was regarded as the control (CK). After fumigation, all slices were packed in 0.02mm thick polyethylene bags and stored at 4C, RH 95%. Each treatment contained 1000 g fresh-cut lotus root slices, and was replicated three times. Six slices were picked out randomly for color analysis, and each slice was measured twice (each side), then some wedged-shaped slices from six lotus root slices per replicate were mixed and used for the further measure- ments. Changes in color, browning degree, O2 production rate, contents of H2O2 and total phenol, antioxidant capacity and enzymes activities (PAL, CAT, PPO, POD) were measured every 2 days during storage of 10 days.
2.2. Changes in color
Color was determined using a color difference meter CR-10 (Minolta, Japan). CIE-Lab color parameters were recorded as L⁄, a⁄, and b⁄. The chromameter was calibrated on a standard white tile (L⁄ =97.06, a⁄ = 0.04 and b⁄ = 2.01) before each series of measurements.
2.3. Measurement of browning degree (BD)
Browning degree of the sample was evaluated according to Zhang, Tan, McKay, and Yan (2005) with some modiﬁcations. About 1 g tissue was homogenized in 8 mL of cold sodium borate buffer (0.1 molL1, pH 6.8) containing 5% polyvinylpyrrolidone (PVP) at 4C. After centrifuged at 10,000g for 15 min at 4 C, the supernatant was collected. The absorbance was measured using a spectrophotometer (Analytik Jena, Germany) at 410 nm and browning degree was expressed as 10A410. 2.4. Extraction and determination of total phenols
The phenols in slices were extracted using a procedure described by Zhu et al. (2009). Total phenol content was deter- mined with a spectrophotometer (Analytik Jena, Germany) at 765nm according to the Folin–Ciocalteu method (Ainsworth & Gillespie, 2007). Gallic acid was employed as calibration standard and the results were expressed as gallic acid equivalents (GAE) per gram of fresh weight (lg GAE g1 FW).
2.5. Determination of O2 production rate and H2O2 content
O2 production rate was determined with the method of Zhu et al. (2014). Lotus root slices (2 g) was homogenized in 5 mL of 65 mmol L1 phosphate buffer (pH 7.8). After ﬁltering the homog- enate through four layers of cheesecloth, the ﬁltrate was centri- fuged at 10,000g for 10min. The supernatant (1 mL) was mixed with 0.9 mL of 65 mmol L1 phosphate buffer (pH 7.8) and 0.1 mL of 10mmol L1 hydroxylammonium chloride and then incubated for 20min at 25 C. The incubation solution (0.5 mL) was then mixed with 0.5 mL of 17 mmol L1 4-aminobenzenesulf- onic acid and 0.5 mL of 7 mmol L1 a-naphthylamine and further incubated for 20 min at 25C. Following incubation, the mixture was collected in a separating funnel and mixed with 1.5 mL of n-butanol. The upper phase was collected and the absorbance at 530 nm was determined with phosphate buffer as a blank. O2
production rate was expressed as nmo1 g1 FWmin1. For H2O2 determination, 3 g of fresh tissue was homogenized with 5 mL of cold 100% acetone and then centrifuged at 10,000g for 20 min at 4C. The supernatant was collected immediately for H2O2 analysis according to the method of (Patterson, MacRae, & Ferguson, 1984). H2O2 content was expressed as lmol g1 FW.
2.6. Evaluation of antioxidant capacity
Lotus root slices (2 g) were ground in liquid nitrogen. The pow- der was mixed with 70% ethanol (50 mL), and then sonicated for 40min. After centrifuged at 10,000g for 15 min at 4C, the super- natant was used to evaluate the antioxidant capacities. The DPPH (2,2-Di(4-tert-octylphenyl)-1-picrylhydrazyl) radical scavenging capacity was determined according to the method of Williams, Cuvelier, and Berset (1995) with some modiﬁcations. Extracts (0.2 mL) were added to 0.2 mmolL1 DPPH in methanolic solution. The mixture was reaction in the dark for 30 min and then the decrease in absorbance at 517nm was measured. Radical scaveng- ingactivitywascalculatedusingthefollowingformula:scavenging activity(%) = [(A0Ai)/A0)]100 , where A0 was the absorbance of the control, and Ai was the absorbance of the sample. The ABTS (2,20-azinobis (3-ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid) radical scavenging capacity was determined according to the method of Roberta et al. (1999). The stock solutions included ABTS+ (7 mmol L1, 25 mL) and potassium persulfate solution (140mmolL1, 440lL). The working solution was prepared by allowing the mixture to react for 12 h at room temperature in the dark. The solution was then diluted in methanol to an absor- bance of 0.7 (±0.02) at 734 nm. Extracts (0.1 mL) were allowed to react with the ABTS+ solution (4.9mL) for 10 min in a dark condi- tion. The absorbance was measured at 734nm. Trolox was employed as calibration standard and results were expressed as lmolg1 FW. The reducing power was determined according to the method of Oyaizu (1986) with some modiﬁcations. Extracts (0.6 mL) were mixed with sodium phosphate (2.5 mL, 0.2 mol L1, pH 6.6), distilled water (0.4 mL) and 1% potassium ferricyanide (1 mL). The mixture was incubated at 50C for 20min. After 10% trichloroacetic acid (1 mL) was added, the mixture was centrifuged at 3000g for 10 min. The upper layer (2.5 mL) was mixed with dis- tilled water (2.5mL) and ferric chloride (0.1%, 0.5 mL), and the absorbance at 700 nm was measured to indicate the increase of reducing power.
2.7. Extractions and assays of PAL, CAT, POD and PPO activities
PAL activity was assayed by the method of Lu et al. (2013) with some modiﬁcations. About 2 g of samples were homogenized with 5 mL of sodium borate buffer (0.05 mmol L1, pH 8.8, containing 0.5 g PVP, 5 mmol L1 2-mercaptoethanol and 2 mmolL1 EDTA) in an external ice bath. The homogenates were centrifuged at 10000gfor15 minat4 C.Thesupernatantswereusedasthecrude enzyme extract. The reaction mixture contained 2 mL sodium borate buffer (0.1 mol L1, pH8.8), 1 mL 20 mmol L1 L-phenylala- nine and 0.1 mL enzyme extract. The mixture was incubated for 30min at 37C. PAL activity was measured by change in absor- bance at 290 nm. One unit of enzyme activity was deﬁned as the amount that caused an increase of 0.001 absorbance units per hour. CAT activity was measured following Havir and McHale (1987) with some modiﬁcations. About 2 g of samples was homogenized in 5 mL sodium phosphate buffer (50 mmol L1, pH 7.0). The homogenate was centrifuged at 10,000g for 15 min at 4C, and the supernatant was used as crude enzyme solution. As substrates,

peeled and cut into about 4 mm slices with a stainless steel knife. The slices were put into a glass container sealed with rubber plug. H2Sgaswithpurityof99.99%(TianjinSaiteerSpecialGasesCo.,Ltd, Tianjin, China) was injected into the glass container with an injec- tor through the rubber plug to the ﬁnal concentrations of 0, 10, 15, 20llL1. The lotus root slices were fumigated with H2S gas at 25C for 30 min. The slices not fumigated with H2S gas was regarded as the control (CK). After fumigation, all slices were packed in 0.02mm thick polyethylene bags and stored at 4C, RH 95%. Each treatment contained 1000 g fresh-cut lotus root slices, and was replicated three times. Six slices were picked out randomly for color analysis, and each slice was measured twice (each side), then some wedged-shaped slices from six lotus root slices per replicate were mixed and used for the further measure- ments. Changes in color, browning degree, O2  production rate, contents of H2O2 and total phenol, antioxidant capacity and enzymes activities (PAL, CAT, PPO, POD) were measured every 2 days during storage of 10 days.
2.2. Changes in color
Color was determined using a color difference meter CR-10 (Minolta, Japan). CIE-Lab color parameters were recorded as L⁄, a⁄, and b⁄. The chromameter was calibrated on a standard white tile (L⁄ =97.06, a⁄ = 0.04 and b⁄ = 2.01) before each series of measurements.
2.3. Measurement of browning degree (BD)
Browning degree of the sample was evaluated according to Zhang, Tan, McKay, and Yan (2005) with some modiﬁcations. About 1 g tissue was homogenized in 8 mL of cold sodium borate buffer (0.1 molL1, pH 6.8) containing 5% polyvinylpyrrolidone (PVP) at 4C. After centrifuged at 10,000g for 15 min at 4 C, the supernatant was collected. The absorbance was measured using a spectrophotometer (Analytik Jena, Germany) at 410 nm and browning degree was expressed as 10A410. 2.4. Extraction and determination of total phenols
The phenols in slices were extracted using a procedure described by Zhu et al. (2009). Total phenol content was deter- mined with a spectrophotometer (Analytik Jena, Germany) at 765nm according to the Folin–Ciocalteu method (Ainsworth & Gillespie, 2007). Gallic acid was employed as calibration standard and the results were expressed as gallic acid equivalents (GAE) per gram of fresh weight (lg GAE g1 FW).
2.5. Determination of O2  production rate and H2O2 content
O2  production rate was determined with the method of Zhu et al. (2014). Lotus root slices (2 g) was homogenized in 5 mL of 65 mmol L1 phosphate buffer (pH 7.8). After ﬁltering the homog- enate through four layers of cheesecloth, the ﬁltrate was centri- fuged at 10,000g for 10min. The supernatant (1 mL) was mixed with 0.9 mL of 65 mmol L1 phosphate buffer (pH 7.8) and 0.1 mL of 10mmol L1 hydroxylammonium chloride and then incubated for 20min at 25 C. The incubation solution (0.5 mL) was then mixed with 0.5 mL of 17 mmol L1 4-aminobenzenesulf- onic acid and 0.5 mL of 7 mmol L1 a-naphthylamine and further incubated for 20 min at 25C. Following incubation, the mixture was collected in a separating funnel and mixed with 1.5 mL of n-butanol. The upper phase was collected and the absorbance at 530 nm was determined with phosphate buffer as a blank. O2 
production rate was expressed as nmo1 g1 FWmin1. For H2O2 determination, 3 g of fresh tissue was homogenized with 5 mL of cold 100% acetone and then centrifuged at 10,000g for 20 min at 4C. The supernatant was collected immediately for H2O2 analysis according to the method of (Patterson, MacRae, & Ferguson, 1984). H2O2 content was expressed as lmol g1 FW.
2.6. Evaluation of antioxidant capacity
Lotus root slices (2 g) were ground in liquid nitrogen. The pow- der was mixed with 70% ethanol (50 mL), and then sonicated for 40min. After centrifuged at 10,000g for 15 min at 4C, the super- natant was used to evaluate the antioxidant capacities. The DPPH (2,2-Di(4-tert-octylphenyl)-1-picrylhydrazyl) radical scavenging capacity was determined according to the method of Williams, Cuvelier, and Berset (1995) with some modiﬁcations. Extracts (0.2 mL) were added to 0.2 mmolL1 DPPH in methanolic solution. The mixture was reaction in the dark for 30 min and then the decrease in absorbance at 517nm was measured. Radical scaveng- ingactivitywascalculatedusingthefollowingformula:scavenging activity(%) = [(A0Ai)/A0)]100 , where A0 was the absorbance of the control, and Ai was the absorbance of the sample. The ABTS (2,20-azinobis (3-ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid) radical scavenging capacity was determined according to the method of Roberta et al. (1999). The stock solutions included ABTS+ (7 mmol L1, 25 mL) and potassium persulfate solution (140mmolL1, 440lL). The working solution was prepared by allowing the mixture to react for 12 h at room temperature in the dark. The solution was then diluted in methanol to an absor- bance of 0.7 (±0.02) at 734 nm. Extracts (0.1 mL) were allowed to react with the ABTS+ solution (4.9mL) for 10 min in a dark condi- tion. The absorbance was measured at 734nm. Trolox was employed as calibration standard and results were expressed as lmolg1 FW. The reducing power was determined according to the method of Oyaizu (1986) with some modiﬁcations. Extracts (0.6 mL) were mixed with sodium phosphate (2.5 mL, 0.2 mol L1, pH 6.6), distilled water (0.4 mL) and 1% potassium ferricyanide (1 mL). The mixture was incubated at 50C for 20min. After 10% trichloroacetic acid (1 mL) was added, the mixture was centrifuged at 3000g for 10 min. The upper layer (2.5 mL) was mixed with dis- tilled water (2.5mL) and ferric chloride (0.1%, 0.5 mL), and the absorbance at 700 nm was measured to indicate the increase of reducing power.
2.7. Extractions and assays of PAL, CAT, POD and PPO activities
PAL activity was assayed by the method of Lu et al. (2013) with some modiﬁcations. About 2 g of samples were homogenized with 5 mL of sodium borate buffer (0.05 mmol L1, pH 8.8, containing 0.5 g PVP, 5 mmol L1 2-mercaptoethanol and 2 mmolL1 EDTA) in an external ice bath. The homogenates were centrifuged at 10000gfor15 minat4 C.Thesupernatantswereusedasthecrude enzyme extract. The reaction mixture contained 2 mL sodium borate buffer (0.1 mol L1, pH8.8), 1 mL 20 mmol L1 L-phenylala- nine and 0.1 mL enzyme extract. The mixture was incubated for 30min at 37C. PAL activity was measured by change in absor- bance at 290 nm. One unit of enzyme activity was deﬁned as the amount that caused an increase of 0.001 absorbance units per hour. CAT activity was measured following Havir and McHale (1987) with some modiﬁcations. About 2 g of samples was homogenized in 5 mL sodium phosphate buffer (50 mmol L1, pH 7.0). The homogenate was centrifuged at 10,000g for 15 min at 4C, and the supernatant was used as crude enzyme solution. As substrates,

0/5000

จาก: -

เป็น: -

ผลลัพธ์ (ไทย) 1: [สำเนา]

คัดลอก!

มม. 4 peeled และตัดเป็นเกี่ยวกับชิ้น ด้วยมีดสแตนเลส ชิ้นใส่ลงในภาชนะแก้วที่ปิดสนิทกับปลั๊กยาง H2Sgaswithpurityof99.99% (TianjinSaiteerSpecialGasesCo. Ltd เทียนจิน จีน) ถูกฉีดเข้าไปในภาชนะแก้วกับต. injec การผ่านปลั๊กยางกับความเข้มข้น ﬁnal 0, 10, 15, 20llL 1 ชิ้นรากบัวผ่านรม ด้วยก๊าซไข่เน่าที่ 25 C สำหรับ 30 นาที ชิ้นไม่ผ่านรมก๊าซไข่เน่าที่ถือเป็นตัวควบคุม (CK) หลังจาก fumigation ชิ้นทั้งหมดถูกบรรจุในถุงพลาสติกหนา 0.02 มม. และเก็บไว้ที่ 4 C, RH 95% ทรีตเมนท์อยู่ชิ้นรากบัวตัด 1000 กรัม และถูกจำลองแบบแล้วสามครั้ง 6 ชิ้นถูกเลือกออกมาสุ่มสีวิเคราะห์ และแต่ละชิ้นถูกวัดสองครั้ง (แต่ละด้าน), แล้วบางชิ้นครีมบัวหิมะรูปจากชิ้นรากบัวหกต่อจำลองผสม และใช้สำหรับการวัด ments เปลี่ยนแปลงสี ปริญญา browning อัตราการผลิต O2 เนื้อหาของ H2O2 และวางรวม หม่อน และกิจกรรมเอนไซม์ (PAL แมว PPO, POD) ถูกวัดทุก 2 วันระหว่างการเก็บรักษา 10 วัน2.2 การเปลี่ยนแปลงสีสีที่ถูกกำหนดโดยใช้เครื่องวัดความแตกต่างสี CR-10 (Minolta ญี่ปุ่น) ได้รับการบันทึกพารามิเตอร์สี CIE Lab L⁄, a⁄ และ b⁄ Chromameter ถูกปรับเทียบบนกระเบื้องสีขาวแบบมาตรฐาน (L⁄ = 97.06, a⁄ = 0.04 และ b⁄ = 2.01) ก่อนแต่ละชุดของการวัด2.3 การประเมินของ browning ปริญญา (BD)Browning องศาของตัวอย่างที่ประเมิน ตามเตียว ตาล McKay ยาน (2005) กับ modiﬁcations บาง ประมาณ 1 g เนื้อเยื่อถูก homogenized เป็นกลุ่มใน 8 mL ของเย็นโซเดียม borate บัฟเฟอร์ (0.1 molL 1, pH 6.8) ที่มี 5% polyvinylpyrrolidone (PVP) ที่ค. 4 หลังจาก centrifuged ที่ 10000 g สำหรับ 15 นาทีที่ 4 C, supernatant ถูกเก็บรวบรวม Absorbance ที่ถูกวัดโดยใช้เครื่องทดสอบกรดด่าง (Jena Analytik เยอรมนี) ที่ 410 nm และ browning ปริญญาถูกแสดง 10 A410 2.4 การแยกและความมุ่งมั่นของ phenols รวมPhenols ในชิ้นถูกสกัดโดยใช้กระบวนงานอธิบายไว้โดย Zhu et al. (2009) รวมเนื้อหาวางถูกขัดขวาง - ขุด ด้วยเครื่องทดสอบกรดด่าง (Jena Analytik เยอรมนี) ที่ 765nm ตามวิธี Folin-Ciocalteu (Ainsworth และ Gillespie, 2007) กรด gallic ถูกจ้างเป็นการปรับเทียบมาตรฐาน และผลลัพธ์ถูกแสดงเป็นเทียบเท่ากรด gallic (GAE) ต่อกรัมน้ำหนักสด (lg GAE g 1 FW)2.5 การกำหนดอัตราการผลิต O2 และเนื้อหา H2O2O2 production rate was determined with the method of Zhu et al. (2014). Lotus root slices (2 g) was homogenized in 5 mL of 65 mmol L1 phosphate buffer (pH 7.8). After ﬁltering the homog- enate through four layers of cheesecloth, the ﬁltrate was centri- fuged at 10,000g for 10min. The supernatant (1 mL) was mixed with 0.9 mL of 65 mmol L1 phosphate buffer (pH 7.8) and 0.1 mL of 10mmol L1 hydroxylammonium chloride and then incubated for 20min at 25 C. The incubation solution (0.5 mL) was then mixed with 0.5 mL of 17 mmol L1 4-aminobenzenesulf- onic acid and 0.5 mL of 7 mmol L1 a-naphthylamine and further incubated for 20 min at 25C. Following incubation, the mixture was collected in a separating funnel and mixed with 1.5 mL of n-butanol. The upper phase was collected and the absorbance at 530 nm was determined with phosphate buffer as a blank. O2 production rate was expressed as nmo1 g1 FWmin1. For H2O2 determination, 3 g of fresh tissue was homogenized with 5 mL of cold 100% acetone and then centrifuged at 10,000g for 20 min at 4C. The supernatant was collected immediately for H2O2 analysis according to the method of (Patterson, MacRae, & Ferguson, 1984). H2O2 content was expressed as lmol g1 FW.2.6. Evaluation of antioxidant capacityLotus root slices (2 g) were ground in liquid nitrogen. The pow- der was mixed with 70% ethanol (50 mL), and then sonicated for 40min. After centrifuged at 10,000g for 15 min at 4C, the super- natant was used to evaluate the antioxidant capacities. The DPPH (2,2-Di(4-tert-octylphenyl)-1-picrylhydrazyl) radical scavenging capacity was determined according to the method of Williams, Cuvelier, and Berset (1995) with some modiﬁcations. Extracts (0.2 mL) were added to 0.2 mmolL1 DPPH in methanolic solution. The mixture was reaction in the dark for 30 min and then the decrease in absorbance at 517nm was measured. Radical scaveng- ingactivitywascalculatedusingthefollowingformula:scavenging activity(%) = [(A0Ai)/A0)]100 , where A0 was the absorbance of the control, and Ai was the absorbance of the sample. The ABTS (2,20-azinobis (3-ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid) radical scavenging capacity was determined according to the method of Roberta et al. (1999). The stock solutions included ABTS+ (7 mmol L1, 25 mL) and potassium persulfate solution (140mmolL1, 440lL). The working solution was prepared by allowing the mixture to react for 12 h at room temperature in the dark. The solution was then diluted in methanol to an absor- bance of 0.7 (±0.02) at 734 nm. Extracts (0.1 mL) were allowed to react with the ABTS+ solution (4.9mL) for 10 min in a dark condi- tion. The absorbance was measured at 734nm. Trolox was employed as calibration standard and results were expressed as lmolg1 FW. The reducing power was determined according to the method of Oyaizu (1986) with some modiﬁcations. Extracts (0.6 mL) were mixed with sodium phosphate (2.5 mL, 0.2 mol L1, pH 6.6), distilled water (0.4 mL) and 1% potassium ferricyanide (1 mL). The mixture was incubated at 50C for 20min. After 10% trichloroacetic acid (1 mL) was added, the mixture was centrifuged at 3000g for 10 min. The upper layer (2.5 mL) was mixed with dis- tilled water (2.5mL) and ferric chloride (0.1%, 0.5 mL), and the absorbance at 700 nm was measured to indicate the increase of reducing power.2.7. Extractions and assays of PAL, CAT, POD and PPO activitiesPAL activity was assayed by the method of Lu et al. (2013) with some modiﬁcations. About 2 g of samples were homogenized with 5 mL of sodium borate buffer (0.05 mmol L1, pH 8.8, containing 0.5 g PVP, 5 mmol L1 2-mercaptoethanol and 2 mmolL1 EDTA) in an external ice bath. The homogenates were centrifuged at 10000gfor15 minat4 C.Thesupernatantswereusedasthecrude enzyme extract. The reaction mixture contained 2 mL sodium borate buffer (0.1 mol L1, pH8.8), 1 mL 20 mmol L1 L-phenylala- nine and 0.1 mL enzyme extract. The mixture was incubated for 30min at 37C. PAL activity was measured by change in absor- bance at 290 nm. One unit of enzyme activity was deﬁned as the amount that caused an increase of 0.001 absorbance units per hour. CAT activity was measured following Havir and McHale (1987) with some modiﬁcations. About 2 g of samples was homogenized in 5 mL sodium phosphate buffer (50 mmol L1, pH 7.0). The homogenate was centrifuged at 10,000g for 15 min at 4C, and the supernatant was used as crude enzyme solution. As substrates,

การแปล กรุณารอสักครู่..

ผลลัพธ์ (ไทย) 2:[สำเนา]

คัดลอก!

การแปล กรุณารอสักครู่..

ผลลัพธ์ (ไทย) 3:[สำเนา]

คัดลอก!

ปอกเปลือกและหั่นเป็นชิ้นประมาณ 4 มม. กับมีดสแตนเลส ชิ้นใส่ลงในแก้วภาชนะปิดผนึกด้วยปลั๊กยาง h2sgaswithpurityof99.99 % ( tianjinsaiteerspecialgasesco . , Ltd , เทียนจิน , จีน ) ถูกฉีดเข้าไปในภาชนะแก้วที่มี injec - โต๋ผ่านยางเสียบกับนาลจึงความเข้มข้น 0 , 10 , 15 , 20lll 1รากบัวหั่นถูกรมยาด้วย h2s ก๊าซที่ 25 C เป็นเวลา 30 นาที ชิ้นไม่ได้ไม่ว่าด้วย h2s แก๊สถือเป็นการควบคุม ( CK ) หลังจากรม ทุกชิ้นบรรจุในถุงโพลีเอทธิลีนและอนุญาตหนาเก็บไว้ที่ 4 C ความชื้นสัมพัทธ์ 95% การรักษาแต่ละครั้ง บรรจุ 1000 กรัม รากบัวสดหั่นเป็นชิ้น และจำนวน 3 ครั้ง หกชิ้นถูกเลือกแบบสุ่มเพื่อวิเคราะห์สีและแต่ละชิ้นถูกวัดสองครั้ง ( แต่ละด้าน ) แล้วบางชิ้นจากรากบัวอยู่รูปหกชิ้นต่อเลียนแบบผสมใช้สำหรับวัด ments - เพิ่มเติม . การเปลี่ยนแปลงสี สีน้ำตาล / O2 อัตราการผลิตเนื้อหาของฟีนอลทั้งหมดและแบตเตอรี่ความจุสารต้านอนุมูลอิสระและเอนไซม์ต่างๆ ( PAL , แมว , PPO , ฝัก ) วัดทุก 2 วัน ในระหว่างการเก็บรักษา 10 วัน
2.2 .การเปลี่ยนแปลงในสี
ตั้งใจใช้สีต่างกัน เครื่องวัด cr-10 ( Minolta , ญี่ปุ่น ) พารามิเตอร์สี CIE Lab ได้ถูกบันทึกไว้เป็น L ⁄ , ⁄และ B ⁄ . การ chromameter คือปรับบนกระเบื้องสีขาวมาตรฐาน ( L ⁄ = 97.06 , ⁄ = 0.04 และ B ⁄ = 2.01 ) ก่อนที่แต่ละชุดของการวัด
2.3 การวัดระดับการเกิดสีน้ำตาล ( BD )
/ สีน้ำตาลของตัวอย่างการประเมินผลตามที่จาง ตันแม็คเคย์และ Yan ( 2005 ) กับโมไดจึงทำให้ . เนื้อเยื่อประมาณ 1 กรัมบดใน 8 ml borate โซเดียมเฟอร์เย็น ( 0.1 โมล 1 pH 6.8 ) ที่ประกอบด้วยพอลิวินิลไพร์โรลิโดน 5 % ( PVP ) ที่ระดับ 4 C หลังจากที่ 10000g สำหรับ 15 นาทีที่ 4 C , นำมันเก็บ นถูกวัดโดยใช้ Spectrophotometer ( ANALYTIK JENA ,เยอรมนี ) ที่ระดับ 410 nm และการเกิดสีน้ำตาลได้เป็น 10 a410 . 2.4 . การสกัดและการหาฟีนอลรวม
ฟีนอลในชิ้นถูกสกัดโดยใช้ขั้นตอนที่อธิบายโดย Zhu et al . ( 2009 ) ปริมาณฟีนอลรวมห้ามปราม - ขุดด้วย Spectrophotometer ( ANALYTIK JENA , เยอรมนี ) ที่ 765nm ตามการ folin –วิธีการ ciocalteu ( ไอน์สเวิร์ธ& Gillespie , 2007 )ใช้เป็นสารมาตรฐานกรดแกลลิคและผลลัพธ์ที่ได้แสดงเป็นเพิ่มขึ้นเทียบเท่า ( เก ) ต่อกรัมของน้ำหนักสด ( แอลจี เก จี 1 FW ) .
2.5 การหาปริมาณ O2 อัตราการผลิตและปริมาณการผลิต H2O2
O2 กำหนดอัตรา ด้วยวิธีการ ของจู et al . ( 2014 ) รากบัวหั่น ( 2 กรัม ) เป็นโฮโม 5 ml 65 mmol l 1 ฟอสเฟตบัฟเฟอร์ pH 7.8 )หลังจากนั้นจึง ltering ที่ homog - enate ผ่านสี่ชั้นของผ้าได้ จึง ltrate คือ centri - fuged ที่ 10000g สำหรับ 10min . น่าน ( 1 มิลลิลิตร ) ผสมกับ 0.9 ml 65 mmol l 1 ฟอสเฟตบัฟเฟอร์ pH 7.8 ) และ 0.1 มิลลิลิตร 10mmol ผม 1 hydroxylammonium คลอไรด์แล้วบ่มสำหรับ 20 นาทีที่ 25 C บ่มสารละลาย ( 0.5 มิลลิลิตร ) ผสมกับ 0

การแปล กรุณารอสักครู่..

ภาษาอื่น ๆ

การสนับสนุนเครื่องมือแปลภาษา: กรีก, กันนาดา, กาลิเชียน, คลิงออน, คอร์สิกา, คาซัค, คาตาลัน, คินยารวันดา, คีร์กิซ, คุชราต, จอร์เจีย, จีน, จีนดั้งเดิม, ชวา, ชิเชวา, ซามัว, ซีบัวโน, ซุนดา, ซูลู, ญี่ปุ่น, ดัตช์, ตรวจหาภาษา, ตุรกี, ทมิฬ, ทาจิก, ทาทาร์, นอร์เวย์, บอสเนีย, บัลแกเรีย, บาสก์, ปัญจาป, ฝรั่งเศส, พาชตู, ฟริเชียน, ฟินแลนด์, ฟิลิปปินส์, ภาษาอินโดนีเซี, มองโกเลีย, มัลทีส, มาซีโดเนีย, มาราฐี, มาลากาซี, มาลายาลัม, มาเลย์, ม้ง, ยิดดิช, ยูเครน, รัสเซีย, ละติน, ลักเซมเบิร์ก, ลัตเวีย, ลาว, ลิทัวเนีย, สวาฮิลี, สวีเดน, สิงหล, สินธี, สเปน, สโลวัก, สโลวีเนีย, อังกฤษ, อัมฮาริก, อาร์เซอร์ไบจัน, อาร์เมเนีย, อาหรับ, อิกโบ, อิตาลี, อุยกูร์, อุสเบกิสถาน, อูรดู, ฮังการี, ฮัวซา, ฮาวาย, ฮินดี, ฮีบรู, เกลิกสกอต, เกาหลี, เขมร, เคิร์ด, เช็ก, เซอร์เบียน, เซโซโท, เดนมาร์ก, เตลูกู, เติร์กเมน, เนปาล, เบงกอล, เบลารุส, เปอร์เซีย, เมารี, เมียนมา (พม่า), เยอรมัน, เวลส์, เวียดนาม, เอสเปอแรนโต, เอสโทเนีย, เฮติครีโอล, แอฟริกา, แอลเบเนีย, โคซา, โครเอเชีย, โชนา, โซมาลี, โปรตุเกส, โปแลนด์, โยรูบา, โรมาเนีย, โอเดีย (โอริยา), ไทย, ไอซ์แลนด์, ไอร์แลนด์, การแปลภาษา.