The lack of intracellular ammonia m

The lack of intracellular ammonia may be responsible for the dominant yellow pigments produced in the fermentation with
peptone at pH 6.5 (Fig. 4B, lines 8, c and d). The comparison of the chemical structures of orange and yellow pigments suggests that yellow pigments may be formed by hydrogenation of orange pigments. However, this redox reaction is very complex and cannot be achieved by simple chemical hydrogenation (7,8). So far, there are no detailed reports about the process in yellow pigments formation. We speculate that an NADPH/NADH-dependent enzymatic reaction
may be involved in the formation of yellow pigments from orange pigments. On base of the TLC analysis, we conclude that pH and nitrogen sources may have little effect on the formation of yellow pigments at low pH (pH 2.5 and 4.0) (Fig. 4B, lines 1e6, c and d). However, through the strict limitation of intracellular ammonia concentration, the maintenance of mediapH close to neutral and the selection of single organic nitrogen source, extremely low concentration of red pigments could be formed and intracellular orange pigments would be rather transformed into extracellular red pigments derivatives. Consequently, intracellular pigments with dominant yellow pigments presenting pure yellow hue could be
produced, unlike the intracellular pigments presenting a mixed light orange color in the fermentation with peptone at pH 6.5 (Table 2). Unlike what observed at pH 6.5, cell growth and pigments production were not inhibited when the fermentation was performed with nitrate at pH 6 (data not shown). The intracellular pigments had the same absorbance spectrum observed at lower pH with a maximum at approximately 470 nm. Moreover, when nitrate was used as nitrogen source in two-stage fermentation, orange pigments were still the dominant intracellular component after the change of
pH (Fig. 5B3 and Fig. 6B). To summarize, the use of nitrate provided dominant orange pigments at all pH investigated, which further confirmed that the transformation of orange pigments to red pigments or red pigments derivatives requires two conditions: a pH close to neutral and the availability of intracellular ammonia or amino acids. Consistently, at pH 6.5, TLC analysis showed that in presence of nitrate the amount of intracellular red pigments was insignificant (data not shown) and, when compared with ammonium (Fig. 6A, line 2), nitrate provided only a small amount of
intracellular red pigments at 156 h in two-stage fermentation (Fig. 6A, line 4). Nitrate assimilation in fungi first requires conversion of nitrate to ammonium,which consists of two successive reductions catalyzed by nitrate reductase and nitrite reductase, respectively (36). These two reductions may be inhibited at higher pH, resulting in an extremely lowconcentration of intracellular ammonia and then poor growth and low pigments production, especially red pigments.
It has been reported that orange pigments can rapidly react with aqueous ammonia to form the red pigments under very mild conditions (7,37). Furthermore, orange pigments can be transformed to red pigments derivatives by chemical or biological processes (10,13). Citrinin, a kind of nephrotoxic and hepatotoxic mycotoxin, is produced together with the pigments by Monascus fermentation (38,39). Citrinin contamination is a food-safety concern and restricts the widespread application of Monascus products (39). Our results showed that the accumulation of large amount of orange pigmentswas independent of nitrogen sources atlow pH; pH 4.0 resulted in a faster fermentation than pH 2.5 and the
shortest fermentation time for the production of pigments required only 48 h. Such finding is of significant importance since it provides the possibility of chemical or biological transformations of orange pigments to other pigments for non-citrinin Monascus strains. Our previous studies showed that low pH inhibits the biosynthesis of citrinin in a Monascus strain able to produce citrinin in other conditions (14), therefore, with such strain a fermentation performed at low pH would provide the accumulation of orange pigments that can be successively transformed into other pigments without significant
citrinin contamination. In this work a spectroscopic method in which the absorbance at 410 nm, 470 nmand 510 nmis used to quantify the concentration of yellow, orange and red pigments, respectively, was chosen as a screening tool to analyze the pigments mixtures. This method has some limitations, since Monascus pigments are complex mixtures
comprising several components (at least 54 different pigments had been reported up to 2012) (2) and each component contributes to the final color. In general, the observed color is the key factor used to evaluate Monascus pigments production, therefore the absorbance at selected wavelengths has been used as an index of pigments content in most of the works related to Monascus pigments. However, the presence of pigments with overlapping absorption
spectra can lead to an overestimation of certain pigments, especially for those that absorb at lower wavelengths (e.g., the yellow pigments). For instance, it was shown that the two main red pigments have similar absorption spectra with two maxima at about 410 nm and 510 nm; however also the two main orange pigments have significant absorption at these wavelengths therefore they might contribute significantly to the observed absorbance if present in the same mixture (34). For these reasons the spectroscopic method must be coupled with a more selective analytical method able to distinguish between the different color components. Although HPLC has been shown to provide an accurate determination
of certain pigments (25), in this work we proposed a simpler and faster TLC analysis that could be successfully used together with the spectroscopic approach for screening purposes. The more efficient HPLC analysis might be used in a successive research step for a deeper characterization of pigments mixtures obtained in
selected fermentation conditions. In conclusion, Monascus pigments with different dominant color components can be produced by pH control and selected nitrogen sources. Our results provide a useful strategy to produce Monascus
pigments with different composition and desirable colors.

ผลลัพธ์ (ไทย) 1:

ไม่มีแอมโมเนีย intracellular อาจชอบสีเหลืองหลักผลิตในหมักด้วยpeptone ที่ pH 6.5 (Fig. 4B บรรทัด 8, c และ d) การเปรียบเทียบโครงสร้างทางเคมีของสีส้ม และสีเหลืองแนะนำว่า สีเหลืองอาจเกิดขึ้นจากการไฮโดรจีเนชันของสีส้ม อย่างไรก็ตาม ปฏิกิริยา redox นี้ซับซ้อนมาก และไม่สามารถทำได้ โดยการไฮโดรจีเนชันใช้เคมีอย่างง่าย (7,8) ไกล มีรายงานไม่มีรายละเอียดเกี่ยวกับกระบวนการในการก่อตัวของเม็ดสีสีเหลือง เราคาดการณ์ที่ปฏิกิริยาที่เอนไซม์ในระบบ NADPH/NADH-ขึ้นอยู่กับอาจเกี่ยวข้องกับการก่อตัวของเม็ดสีเหลืองจากสีส้ม บนฐานของการวิเคราะห์ TLC เราสรุปว่า pH และไนโตรเจนอาจได้ผลน้อยในการก่อตัวของเม็ดสีเหลืองที่ pH ต่ำ (pH 2.5 และ 4.0) (Fig. 4B บรรทัด 1e6, c และ d) อย่างไรก็ตาม ผ่านข้อจำกัดที่เข้มงวดของแอมโมเนีย intracellular สมาธิ การบำรุงรักษา mediapH ปิดถึงกลาง แล้วเลือกของแหล่งไนโตรเจนอินทรีย์เดียว อาจจะเกิดขึ้นต่ำมากความเข้มข้นของสีแดง และสีส้ม intracellular จะจะค่อนข้างเปลี่ยนเป็นสีแดง extracellular อนุพันธ์ ดังนั้น สี intracellular ด้วยสีเหลืองโดดเด่นนำเสนอเว้บริสุทธิ์สีเหลืองอาจผลิต ซึ่งแตกต่างจากสี intracellular ที่นำสีส้มอ่อนที่ผสมในการหมักด้วย peptone ที่ pH 6.5 (ตารางที่ 2) ซึ่งแตกต่างจากสิ่งสังเกตที่ pH 6.5 เซลล์ผลิตเม็ดสีและการเจริญเติบโตได้ไม่ห้ามเมื่อทำการหมัก ด้วยไนเตรตที่ pH 6 (ข้อมูลไม่แสดง) สี intracellular มีสเปกตรัม absorbance เดียวที่สังเกตที่ค่า pH ต่ำที่สุดที่ประมาณ 470 nm นอกจากนี้ เมื่อไนเตรตถูกใช้เป็นแหล่งไนโตรเจนหมักสอง สีส้มถูกยังคงส่วน intracellular หลักหลังจากการเปลี่ยนแปลงของpH (Fig. 5B3 และ Fig. 6B) สรุป ใช้ไนเตรต มีสีส้มตัวที่ pH ทั้งหมดสอบสวน ซึ่งเพิ่มเติมยืนยันว่า การเปลี่ยนแปลงของเม็ดสีส้มสีแดงหรือสีแดงสีอนุพันธ์ต้องสองเงื่อนไข: ค่า pH เป็นกลางและความพร้อมของ intracellular แอมโมเนียหรือกรดอะมิโน อย่างสม่ำเสมอ ที่ pH 6.5 การวิเคราะห์ TLC พบว่า ในของไนเตรต จำนวนเม็ดสีแดง intracellular สำคัญ (ข้อมูลไม่แสดง) และ ไนเตรตให้เพียงจำนวนเล็กน้อยเมื่อเทียบกับแอมโมเนีย (Fig. 6A บรรทัดที่ 2),สีแดง intracellular ที่ 156 h ในสองขั้นตอนหมัก (Fig. 6A สาย 4) ไนเตรตผสมในเชื้อราครั้งแรกต้องการแปลงของไนเตรตแอมโมเนีย ซึ่งประกอบด้วยสองต่อเนื่องลดกระบวน reductase ไนเตรตและไนไตรต์ reductase ตามลำดับ (36) ลดสองเหล่านี้อาจถูกห้ามที่ค่า pH สูง มีมาก lowconcentration intracellular แอมโมเนีย และเจริญเติบโตดีแล้วสีต่ำผลผลิต โดยเฉพาะอย่างยิ่งสีแดงสีมีรายงานว่า สีส้มอย่างรวดเร็วสามารถทำปฏิกิริยากับแอมโมเนียอควีแบบสีแดงอ่อนมากสภาวะ (7,37) นอกจากนี้ สามารถแปลงการอนุพันธ์สีแดงสีส้ม โดยกระบวนการทางเคมี หรือทางชีวภาพ (10,13) Citrinin ชนิดของ nephrotoxic และพิษจากเชื้อรา hepatotoxic ผลิตพร้อมสีหมัก Monascus (38,39) Citrinin ปนเปื้อนจะต้องคำนึงถึงความปลอดภัยของอาหาร- และจำกัดการใช้อย่างแพร่หลายของ Monascus ผลิตภัณฑ์ (39) ผลของเราพบว่าสะสมของ pigmentswas สีส้มจำนวนมากขึ้นอยู่กับค่า pH atlow แหล่งไนโตรเจน pH 4.0 ทำให้หมักได้เร็วขึ้นกว่า pH 2.5 และ เวลาหมักสั้นที่สุดสำหรับการผลิตเม็ดสีต้องเท่า 48 h ค้นหาดังกล่าวเป็นสำคัญอย่างมีนัยสำคัญเนื่องจากมีความเป็นไปได้ของสารเคมี หรือชีวภาพแปลงสีส้มกับสีอื่น ๆ สำหรับ citrinin ไม่ใช่ Monascus สายพันธุ์ ของเราการศึกษาก่อนหน้านี้พบว่า pH ต่ำยับยั้งการสังเคราะห์ของ citrinin ในต้องใช้ Monascus สามารถผลิต citrinin ในเงื่อนไขอื่น ๆ (14) ดังนั้น ด้วยเช่นต้องใช้ หมักที่ทำใน pH ต่ำจะให้สะสมของเม็ดสีส้มที่สามารถติด ๆ กันเปลี่ยนเป็นสีอื่นไม่สำคัญcitrinin ปนเปื้อน ในงานด้านวิธีการ absorbance ที่ 410 nm, 470 nmis nmand 510 ที่ใช้วัดปริมาณความเข้มข้นของเม็ดสีสีเหลือง สีส้ม และสีแดง ตามลำดับ ถูกเลือกเป็นเครื่องมือตรวจวิเคราะห์น้ำยาผสมสี วิธีนี้มีข้อจำกัดบางประการ ตั้งแต่ Monascus เม็ดสี น้ำยาผสมที่ซับซ้อนประกอบด้วยส่วนประกอบหลาย (สีแตกต่างกันน้อย 54 มีรายงานถึง 2012) (2) และแต่ละส่วนสีสุดท้าย ทั่วไป สีสังเกตคือ ปัจจัยสำคัญที่ใช้ในการประเมินผลิต Monascus เม็ดสี ดังนั้น absorbance ที่ความยาวคลื่นที่เลือกใช้เป็นดัชนีของเนื้อหาสีเป็นงานที่เกี่ยวข้องกับ Monascus เม็ดสี อย่างไรก็ตาม สถานะของสีกับการดูดซึมที่ทับซ้อนแรมสเป็คตราสามารถนำไปเป็น overestimation สีบาง โดยเฉพาะอย่างยิ่งสำหรับผู้ที่ดูดซับที่ความยาวคลื่นที่ต่ำกว่า (เช่น ตัวสีเหลือง) ตัวอย่าง มันถูกแสดงว่า สีแดงหลักสองมีแรมสเป็คตราดูดซึมคล้ายกับแมกสองประมาณ 410 nm และ 510 nm อย่างไรก็ตามสีส้มหลักสองสามารถดูดซึมอย่างมีนัยสำคัญที่ความยาวคลื่นเหล่านี้ดังนั้นพวกเขาอาจทำให้มาก absorbance สังเกตถ้ามีส่วนผสมเดียวกัน (34) ด้วยเหตุนี้ วิธีการด้านต้องควบคู่กับวิธีวิเคราะห์งานมากสามารถแยกแยะส่วนประกอบของสีที่แตกต่างกัน แม้ว่า HPLC ได้รับการแสดงเพื่อให้การกำหนดที่ถูกต้องของบางสี (25), ในงานนี้ เรานำเสนอเรียบง่าย และเร็วกว่า TLC วิเคราะห์ที่สำเร็จใช้ร่วมกับวิธีด้านวัตถุประสงค์การตรวจคัดกรอง วิเคราะห์ HPLC มีประสิทธิภาพมากขึ้นอาจใช้ในขั้นตอนวิจัยต่อเนื่องสำหรับคุณสมบัติความลึกของสีน้ำยาผสมได้ในเลือกเงื่อนไขการหมัก เบียดเบียน Monascus เม็ดสี ด้วยส่วนประกอบหลักสีแตกต่างกันสามารถผลิต โดยควบคุม pH และแหล่งไนโตรเจนที่เลือก ผลของเรามีกลยุทธ์ที่มีประโยชน์ผลิต Monascusสี มีองค์ประกอบแตกต่างกันและสีที่ต้องการ

ผลลัพธ์ (ไทย) 3:

ไม่มีแอมโมเนียภายในเซลล์อาจจะรับผิดชอบเด่นเหลืองสีผลิตโดยการหมักด้วย
ตามลำดับที่ pH 6.5 ( ภาพ 4B , สาย 8 , C และ D ) การเปรียบเทียบโครงสร้างทางเคมีของสีส้มและสีเหลืองแสดงให้เห็นว่าสีเหลืองอาจจะเกิดขึ้นจากปฏิกิริยาไฮโดรจิเนชันของสีส้ม อย่างไรก็ตามรีดอกซ์ปฏิกิริยานี้มีความซับซ้อนมากและไม่สามารถบรรลุได้โดยปฏิกิริยาไฮโดรจิเนชันเคมีง่าย ( 7 , 8 ) ดังนั้นไกลไม่มีรายงานรายละเอียดเกี่ยวกับกระบวนการในการสร้างรงควัตถุสีเหลือง . เราคาดการณ์ว่า nadph / เอนไซม์ NADH ปฏิกิริยาขึ้นอยู่กับ
อาจเกี่ยวข้องกับการก่อตัวของเม็ดสี จากสีเหลือง สีส้ม บนฐานของ TLC การวิเคราะห์เราสรุปได้ว่าพีเอชและไนโตรเจนอาจจะมีผลเพียงเล็กน้อยต่อการก่อตัวของเม็ดสีเหลืองที่ pH ต่ำ ( pH 2.5 และ 4.0 ) ( ภาพที่ 4B , เส้น 1e6 , C และ D ) อย่างไรก็ตาม ด้วยข้อจำกัดที่เข้มงวดของแอมโมเนียความเข้มข้นภายในเซลล์ การรักษา mediaph ใกล้กลางและเลือกแหล่งไนโตรเจนเดียวอินทรีย์ที่ความเข้มข้นต่ำมาก สี แดง ส้ม และสีอาจจะเกิดขึ้นภายในเซลล์จะเปลี่ยนเป็นสีแดงและสีค่อนข้างสูง จากนั้น สีภายในเซลล์กับเด่นเหลืองสีนำเสนอโทนสีเหลืองบริสุทธิ์สามารถ
ผลิต ซึ่งแตกต่างจากการเสนอสี สีส้มอ่อน ผสมในการหมักด้วยเปปโตนที่ pH 65 ( ตารางที่ 2 ) ซึ่งแตกต่างจากสิ่งที่สังเกตที่ pH 6.5 , การเจริญเติบโตของเซลล์และสีการผลิตไม่ยับยั้ง เมื่อทำการหมักด้วยไนเตรตที่ pH 6 ( ข้อมูลไม่แสดง ) สีภายในเซลล์ได้เหมือนดูดกลืนสเปกตรัมสังเกตที่พีเอชต่ำกว่าที่มีสูงสุดที่ประมาณ 470 นาโนเมตร นอกจากนี้ เมื่อไนเตรทที่ถูกใช้เป็นแหล่งไนโตรเจนในแบบหมักสี ส้มยังเด่นภายในเซลล์ ส่วนประกอบ หลังจากการเปลี่ยนแปลงของ pH
( รูปที่ 5b3 และมะเดื่อ 6B ) สรุป การใช้ไนเตรทให้สีสีส้มเด่นทั้งหมดอ สอบสวน ซึ่งได้ยืนยันเพิ่มเติมว่าการเปลี่ยนแปลงของเม็ดสี สีส้ม สีแดง หรือสีแดง และต้องใช้สองเงื่อนไขอ ปิดที่เป็นกลางและความพร้อมของแอมโมเนียภายในหรือกรดอะมิโน อย่างต่อเนื่อง , pH 6.5 , การวิเคราะห์ TLC พบว่าในการแสดงตนของไนเตรทปริมาณเซลล์ของสีแดงสีไม่สำคัญ ( ข้อมูลไม่แสดง ) และเมื่อเปรียบเทียบกับแอมโมเนีย ( รูปที่ 6 ( บรรทัดที่ 2 ) , ไนเตรทให้เพียงเล็กน้อยของ
ภายในสารสีแดงที่ 156 H ในการหมักแบบสองขั้นตอน ( รูป 6A ,บรรทัดที่ 4 ) การใช้ไนเตรทในเชื้อราก่อนการแปลงของไนเตรทแอมโมเนียซึ่งประกอบด้วยสองต่อเนื่องลดไนเตรตและไนไตรต์รีดักเตสเอนไซม์ที่เร่งปฏิกิริยาด้วยตามลำดับ ( 36 ) เหล่านี้สองซึ่งอาจถูกยับยั้งที่ pH สูงกว่า ส่งผลอย่างมาก lowconcentration แอมโมเนียภายในเซลล์ และ ยากจน การเจริญและการผลิตสีน้อยโดยเฉพาะสีแดงสี .
มันได้รับรายงานว่าสีส้มอย่างรวดเร็วสามารถทำปฏิกิริยากับแอมโมเนียน้ำในรูปแบบเม็ดสีสีแดงภายใต้ภาวะที่ไม่รุนแรงมาก ( 7,37 ) นอกจากนี้ สี ส้ม สามารถเปลี่ยนสีเป็นสีแดง อนุพันธ์ ด้วยกระบวนการทางเคมีหรือชีวภาพ ( 10,13 ) สมพงศ์ ชนิดของสารพิษจากเชื้อราและ nephrotoxic โรคเอดส์ ,ผลิตร่วมกับสีจากเชื้อราหมัก ( 38,39 ) การปนเปื้อนสมพงศ์เป็นอาหารปลอดภัยกังวลและจำกัดการแพร่หลายของผลิตภัณฑ์เชื้อรา ( 39 ) ผลของเราแสดงให้เห็นว่าการสะสมของจำนวนมากของส้ม pigmentswas อิสระของไนโตรเจน pH ต่ำ ; pH 4.0 มีผลในการหมัก pH 2.5 และ
เร็วกว่าระยะเวลาที่สั้นที่สุดสำหรับการผลิตของเม็ดสีที่ต้องการ เพียง 48 ชั่วโมง เช่น การหาก็มีความสำคัญเนื่องจากมันมีความเป็นไปได้ของเคมี หรือชีวภาพ แปลงของเม็ดสี ส้ม สีอื่นไม่สมพงศ์เชื้อราสายพันธุ์การศึกษาก่อนหน้านี้พบว่า pH ต่ำยับยั้งการสังเคราะห์สมพงศ์ในเชื้อราสายพันธุ์ที่สามารถผลิตสมพงศ์ในเงื่อนไขอื่น ๆ ( 14 ) ดังนั้น ด้วยเช่นสายพันธุ์หมักแสดงที่ pH ต่ำจะมีการสะสมของเม็ดสี ส้มที่สามารถเปลี่ยนเป็นสีอื่น ๆอย่างกระชั้นชิดโดยไม่
สมพงศ์ปนเปื้อนในงานนี้เป็นวิธีทางที่ดูดกลืนที่ 410 nm , 470 nmand 510 nmis ใช้วัดปริมาณความเข้มข้นของสีเหลือง สีส้ม และ สี แดง ตามลำดับ ได้รับเลือกเป็นเครื่องมือคัดกรองวิเคราะห์สีผสม วิธีการนี้มีข้อจำกัด เนื่องจากการผลิตสีผสมอาหารผสม
มีความซับซ้อนประกอบด้วยส่วนประกอบหลาย ๆ ( อย่างน้อย 54 สีต่าง ๆได้รายงานถึง 2012 ) ( 2 ) และส่วนประกอบแต่ละส่วนสีสุดท้าย ทั่วไป สังเกตสี เป็นปัจจัยสำคัญที่ใช้ประเมินเชื้อรา การผลิตสี ดังนั้น ค่าการดูดกลืนแสงที่ความยาวคลื่นที่ได้ถูกเลือกใช้เป็นดัชนีของเม็ดสี เนื้อหาในส่วนของงานที่เกี่ยวข้องกับการผลิตสีผสมอาหาร . อย่างไรก็ตามการปรากฏตัวของสีด้วยการดูดซึม spectra
ซ้อนสามารถนําไปประเมินมากเกินไปสีบางอย่าง โดยเฉพาะอย่างยิ่งสำหรับผู้ที่ซึมซับที่ความยาวคลื่นลดลง ( เช่น สีเหลืองสี ) ตัวอย่าง พบว่า สองหลัก สีแดง สีมีการดูดกลืนรังสี คล้ายคลึงกับ Maxima 2 ประมาณ 410 nm และ 510 nm ;อย่างไรก็ตามยังมีหลักสองอย่าง ส้ม สีมีการดูดซึมที่ความยาวคลื่นเหล่านี้จึงอาจแตกต่างกันไป ถ้าสังเกตค่าปัจจุบันในส่วนผสมเดียวกัน ( 34 ) เหตุผลเหล่านี้ วิธีการคือต้องควบคู่กับการเลือกวิธีการวิเคราะห์สามารถแยกแยะระหว่างส่วนประกอบต่างสีแม้ว่า HPLC ได้ถูกแสดงเพื่อให้ความถูกต้องของสีบาง
กำหนด ( 25 ) ในงานนี้ เราได้เสนอการวิเคราะห์ที่ง่ายและรวดเร็ว ( สามารถใช้ร่วมกับวิธีทางสเปกโทรสโกปีวัตถุประสงค์เพื่อคัดกรอง การวิเคราะห์ HPLC ประสิทธิภาพมากขึ้นอาจจะใช้ในขั้นตอนการวิจัยต่อเนื่องในลักษณะลึกสีผสมได้
เลือกสภาวะการหมัก สรุป การผลิตสีผสมอาหารที่มีส่วนประกอบสีเด่นที่แตกต่างกันสามารถผลิต โดยควบคุม pH และเลือกแหล่งไนโตรเจน ผลของเราให้กลยุทธ์ที่มีประโยชน์ในการผลิตการผลิตสีผสมอาหาร
กับองค์ประกอบที่แตกต่างกันและสีที่ถูกใจ