3. Results and discussion To deter

3. Results and discussion
To determine the optimum conditions for the electrochemical cyanobacterial growth monitoring, we varied the potential of the working electrode, pH of the buffer and light intensity of the LED. The optimal experimental conditions for the amperometric measurement were selected for the working electrode maintained at 0.7V, pH 10, and a lightintensity of 952 mol m−2 s−1 (Figs. S1–S3). Further experiments were carriedoutusing the selectedconditions. Fig. 1 depicts the overlays of variations regarding the chlorophyll a concentration, DCW, and amperometric signals during the cultivation of S. maxima over 54 days. During the initial stage of cultivation (0–23 days), the chlorophyll a concentration in the sample readily reached at its steady state (0–11 days). In the cases of DCW and amperometric signal variations, both results almost identically reached their steady states at around 24 days of cultivation. Hence, the experimental results obtained from the early stage of cultivation (0–23 days) indicated that the measurement of amperometric signals from the cyanobacterial sample represents the variations of DCW in the culture broth, and the amperometric signals could be practically incorporated for the modeling of a conventional DCWbased growth curve. Interestingly, during the stationary phase of the cultivation (24–43 days of cultivation), both the amperometric signals and the chlorophyll a concentration of the cyanobacteria were markedly decreased, whereas the DCW concentration was maintained with constant value (ca. 1.20 g L−1). These observations indicate that the amperometric signal caused by the reoxidation of the mediator is closely linked with the presence (or activity) of chlorophyll a, which is a major component of the photosynthetic systems of the cyanobacteria. When the cyanobacteria-free supernatant (cultivation: 0, 20, 45 days) was added to the cell, no significant signal was observed, apart from a minor perturbation at the initial stage of injection (Fig. S5). Several previous research studies have shown that the consumptionof carbonsourceduring Spirulina cultivationisdependent on the environmental pH [11,14,15]. Generally, in cyanobacteria, the consumption of 1 mol of HCO3 − by the cells generates 0.5 mol of carbonate, and this carbonate released from the microalgal metabolic activities induces an increase in environmental pH. In addition, the consumption of the HCO3 − in the medium for thegrowth of Spirulina sp. is largely suppressed when the pH of the medium is above 11.3 [11]. In the present study, the decreases in the amperometric signals at the initial stage of the stationary phase (after the 24 days of cultivation) resulted from the decline of the metabolic and photosynthetic activities of the Spirulina cell based on the low carbon consumption with pH variation (Fig. S4). When the cultivation was prolonged over 54 days, the color of the S. maxima changed from blue-green to brownish yellow (Fig. 2), which could be attributed to the loss of chlorophyll and phycocyanin [16]. At this stage, amperometric monitoring of the cyanobacteria cultivation was not possible with this photoelectrochemical cell due to the increased noise with a very weak signal (results not shown). In the present study, we aimed to establish the basic principles of our method, which should be viewed as a “broad indicator” for the measurement and growth monitoring of the cyanobacteria in a cultivation process, with an efficient rapid test time of 10–30 min. At present, an interpretation of electron transport mechanisms between the light harvesting system of the cyanobacteria and the vicinity of a poised working electrode isnot completelyunderstood. Therefore, our current study focused on the optimization of sensor systems for practical applications with various biological and electrochemical experimental conditions.

3. Results and discussion 
 To determine the optimum conditions for the electrochemical cyanobacterial growth monitoring, we varied the potential of the working electrode, pH of the buffer and light intensity of the LED. The optimal experimental conditions for the amperometric measurement were selected for the working electrode maintained at 0.7V, pH 10, and a lightintensity of 952 mol m−2 s−1 (Figs. S1–S3). Further experiments were carriedoutusing the selectedconditions. Fig. 1 depicts the overlays of variations regarding the chlorophyll a concentration, DCW, and amperometric signals during the cultivation of S. maxima over 54 days. During the initial stage of cultivation (0–23 days), the chlorophyll a concentration in the sample readily reached at its steady state (0–11 days). In the cases of DCW and amperometric signal variations, both results almost identically reached their steady states at around 24 days of cultivation. Hence, the experimental results obtained from the early stage of cultivation (0–23 days) indicated that the measurement of amperometric signals from the cyanobacterial sample represents the variations of DCW in the culture broth, and the amperometric signals could be practically incorporated for the modeling of a conventional DCWbased growth curve. Interestingly, during the stationary phase of the cultivation (24–43 days of cultivation), both the amperometric signals and the chlorophyll a concentration of the cyanobacteria were markedly decreased, whereas the DCW concentration was maintained with constant value (ca. 1.20 g L−1). These observations indicate that the amperometric signal caused by the reoxidation of the mediator is closely linked with the presence (or activity) of chlorophyll a, which is a major component of the photosynthetic systems of the cyanobacteria. When the cyanobacteria-free supernatant (cultivation: 0, 20, 45 days) was added to the cell, no significant signal was observed, apart from a minor perturbation at the initial stage of injection (Fig. S5). Several previous research studies have shown that the consumptionof carbonsourceduring Spirulina cultivationisdependent on the environmental pH [11,14,15]. Generally, in cyanobacteria, the consumption of 1 mol of HCO3 − by the cells generates 0.5 mol of carbonate, and this carbonate released from the microalgal metabolic activities induces an increase in environmental pH. In addition, the consumption of the HCO3 − in the medium for thegrowth of Spirulina sp. is largely suppressed when the pH of the medium is above 11.3 [11]. In the present study, the decreases in the amperometric signals at the initial stage of the stationary phase (after the 24 days of cultivation) resulted from the decline of the metabolic and photosynthetic activities of the Spirulina cell based on the low carbon consumption with pH variation (Fig. S4). When the cultivation was prolonged over 54 days, the color of the S. maxima changed from blue-green to brownish yellow (Fig. 2), which could be attributed to the loss of chlorophyll and phycocyanin [16]. At this stage, amperometric monitoring of the cyanobacteria cultivation was not possible with this photoelectrochemical cell due to the increased noise with a very weak signal (results not shown). In the present study, we aimed to establish the basic principles of our method, which should be viewed as a “broad indicator” for the measurement and growth monitoring of the cyanobacteria in a cultivation process, with an efficient rapid test time of 10–30 min. At present, an interpretation of electron transport mechanisms between the light harvesting system of the cyanobacteria and the vicinity of a poised working electrode isnot completelyunderstood. Therefore, our current study focused on the optimization of sensor systems for practical applications with various biological and electrochemical experimental conditions.

0/5000

จาก: -

เป็น: -

ผลลัพธ์ (ไทย) 1: [สำเนา]

คัดลอก!

3. ผลลัพธ์ และสนทนา To determine the optimum conditions for the electrochemical cyanobacterial growth monitoring, we varied the potential of the working electrode, pH of the buffer and light intensity of the LED. The optimal experimental conditions for the amperometric measurement were selected for the working electrode maintained at 0.7V, pH 10, and a lightintensity of 952 mol m−2 s−1 (Figs. S1–S3). Further experiments were carriedoutusing the selectedconditions. Fig. 1 depicts the overlays of variations regarding the chlorophyll a concentration, DCW, and amperometric signals during the cultivation of S. maxima over 54 days. During the initial stage of cultivation (0–23 days), the chlorophyll a concentration in the sample readily reached at its steady state (0–11 days). In the cases of DCW and amperometric signal variations, both results almost identically reached their steady states at around 24 days of cultivation. Hence, the experimental results obtained from the early stage of cultivation (0–23 days) indicated that the measurement of amperometric signals from the cyanobacterial sample represents the variations of DCW in the culture broth, and the amperometric signals could be practically incorporated for the modeling of a conventional DCWbased growth curve. Interestingly, during the stationary phase of the cultivation (24–43 days of cultivation), both the amperometric signals and the chlorophyll a concentration of the cyanobacteria were markedly decreased, whereas the DCW concentration was maintained with constant value (ca. 1.20 g L−1). These observations indicate that the amperometric signal caused by the reoxidation of the mediator is closely linked with the presence (or activity) of chlorophyll a, which is a major component of the photosynthetic systems of the cyanobacteria. When the cyanobacteria-free supernatant (cultivation: 0, 20, 45 days) was added to the cell, no significant signal was observed, apart from a minor perturbation at the initial stage of injection (Fig. S5). Several previous research studies have shown that the consumptionof carbonsourceduring Spirulina cultivationisdependent on the environmental pH [11,14,15]. Generally, in cyanobacteria, the consumption of 1 mol of HCO3 − by the cells generates 0.5 mol of carbonate, and this carbonate released from the microalgal metabolic activities induces an increase in environmental pH. In addition, the consumption of the HCO3 − in the medium for thegrowth of Spirulina sp. is largely suppressed when the pH of the medium is above 11.3 [11]. In the present study, the decreases in the amperometric signals at the initial stage of the stationary phase (after the 24 days of cultivation) resulted from the decline of the metabolic and photosynthetic activities of the Spirulina cell based on the low carbon consumption with pH variation (Fig. S4). When the cultivation was prolonged over 54 days, the color of the S. maxima changed from blue-green to brownish yellow (Fig. 2), which could be attributed to the loss of chlorophyll and phycocyanin [16]. At this stage, amperometric monitoring of the cyanobacteria cultivation was not possible with this photoelectrochemical cell due to the increased noise with a very weak signal (results not shown). In the present study, we aimed to establish the basic principles of our method, which should be viewed as a “broad indicator” for the measurement and growth monitoring of the cyanobacteria in a cultivation process, with an efficient rapid test time of 10–30 min. At present, an interpretation of electron transport mechanisms between the light harvesting system of the cyanobacteria and the vicinity of a poised working electrode isnot completelyunderstood. Therefore, our current study focused on the optimization of sensor systems for practical applications with various biological and electrochemical experimental conditions.

การแปล กรุณารอสักครู่..

ผลลัพธ์ (ไทย) 2:[สำเนา]

คัดลอก!

3.
ผลการอภิปรายและการตรวจสอบสภาวะที่เหมาะสมสำหรับการตรวจสอบไฟฟ้าไซยาโนแบคทีเรียเจริญเติบโตของเราที่แตกต่างกันของอิเล็กโทรดที่มีศักยภาพการทำงานที่พีเอชของบัฟเฟอร์และความเข้มของแสงไฟLED เงื่อนไขการทดลองที่เหมาะสมสำหรับการวัด amperometric ถูกเลือกสำหรับขั้วไฟฟ้าทำงานเก็บรักษาไว้ที่ 0.7V, พีเอช 10 และ lightintensity ของ 952 เมตร mol-2 s-1 (มะเดื่อ. S1-S3) การทดลองเพิ่มเติมถูก carriedoutusing selectedconditions มะเดื่อ. 1 แสดงให้เห็นภาพซ้อนทับของการเปลี่ยนแปลงเกี่ยวกับคลอโรฟิลความเข้มข้น DCW และสัญญาณ amperometric ในช่วงการเพาะปลูกของเอสสูงสุดในช่วง 54 วัน ในช่วงระยะแรกของการเพาะปลูก (0-23 วัน), คลอโรฟิลความเข้มข้นในกลุ่มตัวอย่างที่ถึงพร้อมที่มั่นคงของรัฐมัน (0-11 วัน) ในกรณีที่ DCW และรูปแบบสัญญาณ amperometric ผลถึงทั้งสองเกือบจะเหมือนกันรัฐอย่างต่อเนื่องของพวกเขาในรอบ 24 วันของการเพาะปลูก ดังนั้นผลการทดลองที่ได้รับจากช่วงเริ่มต้นของการเพาะปลูก (0-23 วัน) ชี้ให้เห็นว่าการวัดสัญญาณ amperometric จากไซยาโนแบคทีเรียตัวอย่างหมายถึงรูปแบบของ DCW ในน้ำซุปวัฒนธรรมและสัญญาณ amperometric อาจจะจัดตั้งขึ้นในทางปฏิบัติสำหรับการสร้างแบบจำลอง ของ DCWbased อัตราการเจริญเติบโตแบบเดิม ที่น่าสนใจในช่วงนิ่งของการเพาะปลูก (24-43 วันของการเพาะปลูก) ทั้งสัญญาณ amperometric และคลอโรฟิลความเข้มข้นของไซยาโนแบคทีเรียที่ถูกลดลงอย่างเห็นได้ชัดในขณะที่ความเข้มข้น DCW ก็ยังคงมีค่าคงที่ (โดยประมาณ 1.20 กรัม L- 1) ข้อสังเกตเหล่านี้แสดงให้เห็นว่าสัญญาณที่เกิดจากการ amperometric reoxidation ของคนกลางที่มีการเชื่อมโยงอย่างใกล้ชิดกับการปรากฏตัว (หรือกิจกรรม) ของคลอโรฟิลซึ่งเป็นองค์ประกอบที่สำคัญของระบบการสังเคราะห์แสงของไซยาโนแบคทีเรีย เมื่อไซยาโนแบคทีเรียฟรีใส (การเพาะปลูก: 0, 20, 45 วัน) ถูกบันทึกอยู่ในมือถือไม่มีสัญญาณที่สำคัญพบว่านอกเหนือจากการรบกวนเล็กน้อยในระยะเริ่มแรกของการฉีด (Fig. S5) หลายการศึกษาวิจัยก่อนหน้านี้ได้แสดงให้เห็นว่า consumptionof carbonsourceduring สาหร่ายเกลียวทอง cultivationisdependent ในค่า pH สิ่งแวดล้อม [11,14,15] โดยทั่วไปในไซยาโนแบคทีเรียการบริโภคของ 1 โมลของ HCO3 - จากเซลล์สร้าง 0.5 mol คาร์บอเนตและคาร์บอเนตนี้ปล่อยออกมาจากกิจกรรมที่ก่อให้เกิดการเผาผลาญสาหร่ายเพิ่มขึ้นในค่า pH สิ่งแวดล้อม นอกจากนี้การบริโภคของ HCO3 - ในสื่อสำหรับ thegrowth ของสาหร่ายเกลียวทอง SP ถูกระงับส่วนใหญ่เมื่อค่า pH ของกลางอยู่เหนือ 11.3 [11] ในการศึกษาปัจจุบันลดลงในสัญญาณ amperometric ในขั้นตอนเริ่มต้นของเฟส (หลัง 24 วันของการเพาะปลูก) เป็นผลมาจากการลดลงของการเผาผลาญอาหารและกิจกรรมการสังเคราะห์แสงของเซลล์สาหร่ายเกลียวทองขึ้นอยู่กับการใช้คาร์บอนต่ำที่มีการเปลี่ยนแปลงค่า pH (รูป. S4) เมื่อการเพาะปลูกได้รับเป็นเวลานานกว่า 54 วันสีสูงสุดของเอสเปลี่ยนจากสีเขียวเป็นสีเหลืองน้ำตาล (รูปที่. 2) ซึ่งสามารถนำมาประกอบกับการสูญเสียของคลอโรฟิลและ phycocyanin เมื่อ [16] ในขั้นตอนนี้การตรวจสอบ amperometric ของการเพาะปลูกไซยาโนแบคทีเรียเป็นไปไม่ได้กับมือถือ photoelectrochemical เนื่องจากเสียงที่เพิ่มขึ้นมีสัญญาณอ่อนแอมาก (ผลไม่แสดง) ในการศึกษาปัจจุบันเรามีวัตถุประสงค์เพื่อสร้างหลักการพื้นฐานของวิธีการของเราซึ่งควรจะถูกมองว่าเป็น "ตัวบ่งชี้ในวงกว้าง" สำหรับการวัดและการตรวจสอบการเจริญเติบโตของไซยาโนแบคทีเรียในกระบวนการเพาะปลูกที่มีเวลาการทดสอบที่มีประสิทธิภาพอย่างรวดเร็วของ 10-30 นาที ในปัจจุบันการตีความของกลไกการขนส่งอิเล็กตรอนระหว่างระบบเก็บเกี่ยวแสงของไซยาโนแบคทีเรียและบริเวณใกล้เคียงของขั้วไฟฟ้าทำงานทรงตัว isnot completelyunderstood ดังนั้นการศึกษาในปัจจุบันของเรามุ่งเน้นในการเพิ่มประสิทธิภาพของระบบเซ็นเซอร์สำหรับการใช้งานในทางปฏิบัติที่มีเงื่อนไขการทดลองต่างๆทางชีวภาพและไฟฟ้า

การแปล กรุณารอสักครู่..

ผลลัพธ์ (ไทย) 3:[สำเนา]

คัดลอก!

3 ผลและการอภิปราย
เพื่อศึกษาสภาวะที่เหมาะสมสำหรับการตรวจสอบการใช้ระบบยู เราเปลี่ยนแปลงศักยภาพของขั้วไฟฟ้าทำงาน ของบัฟเฟอร์ และความเข้มแสงของ LED สภาวะที่เหมาะสมสำหรับการวัดที่สำคัญสำหรับการทำงานขั้วไฟฟ้าไว้ที่ 0.7v pH 10และความเข้มแสงของ 952 mol m − 2 s − 1 ( Figs S1 และ S3 ) การทดลองต่อไปได้ carriedoutusing ที่ selectedconditions . รูปที่ 1 แสดงให้เห็นภาพซ้อนทับของการเปลี่ยนแปลงเกี่ยวกับคลอโรฟิลล์เข้มข้น dcw และสัญญาณสำคัญในการเพาะปลูกของ S . MAXIMA มากกว่า 54 วัน ในช่วงระยะแรกของการปลูก ( 0 - 23 วัน )คลอโรฟิลล์เข้มข้นในตัวอย่างพร้อมเอื้อมมือที่สภาวะของมัน ( 0 – 11 วัน ) ในกรณีของ dcw และรูปแบบสัญญาณสำคัญ ทั้งผลเกือบเหมือนกันถึงของพวกเขามั่นคงสหรัฐอเมริกาในรอบ 24 วันของการเพาะปลูก ดังนั้นผลการทดลองที่ได้จากขั้นตอนแรกของการปลูก ( 0 - 23 วัน ) พบว่า การวัดสัญญาณสำคัญจากตัวอย่างระบบยู แสดงถึงการเปลี่ยนแปลงของวัฒนธรรม dcw ในน้ำซุป และสัญญาณที่สำคัญสามารถจะจัดตั้งขึ้นสำหรับการจำลองแบบ dcwbased การเจริญเติบโตของเส้นโค้ง น่าสนใจในช่วง stationary phase ของการเพาะปลูก ( 24 – 36 วันปลูก ) ทั้งสำคัญสัญญาณและปริมาณความเข้มข้นของไซยาโนแบคทีเรียได้ลดลง ส่วน dcw สมาธิไว้กับค่าคงที่ ( ประมาณ 1.20 g L − 1 )ข้อสังเกตเหล่านี้บ่งชี้ว่าฟิล์มบางสัญญาณที่เกิดจาก reoxidation ของสื่อกลางเชื่อมโยงอย่างใกล้ชิดกับตน ( หรือกิจกรรม ) ของคลอโรฟิลล์ซึ่งเป็นส่วนประกอบหลักของระบบการสังเคราะห์แสงของไซยาโนแบคทีเรีย . เมื่อนำ ~ ฟรี ( การเพาะปลูก : 0 , 20 , 45 วัน ) คือการเพิ่มเซลล์ไม่พบสัญญาณที่ถูกสังเกตนอกจากขนมปังเล็กน้อยในขั้นเริ่มต้นของการฉีด ( ภาพเปิด ) งานวิจัยก่อนหน้านี้หลายได้แสดงให้เห็นว่าการบริโภค carbonsourceduring สาหร่ายเกลียวทอง cultivationisdependent บน pH สิ่งแวดล้อม [ 11,14,15 ] โดยทั่วไปในไซยาโนแบคทีเรีย ปริมาณ 1 โมลของ hco3 −โดยเซลล์สร้าง 0.5 โมลของคาร์บอเนตและปล่อยตัวจากสาหร่ายคาร์บอเนตกิจกรรมสลายก่อให้เกิดการเพิ่มขึ้นในสิ่งแวดล้อมอย่างชัดเจน นอกจากนี้ การบริโภคของ− hco3 ในอาหารสำหรับการเจริญเติบโตของสาหร่ายเกลียวทอง คือไปปราบเมื่อ pH ของสื่อข้างต้น 11.3 [ 11 ] ในการศึกษาครั้งนี้การลดลงของสัญญาณที่สำคัญในขั้นตอนแรกของเฟสอยู่กับที่ ( หลังจาก 24 วันปลูก ) เป็นผลมาจากการลดลงของการเผาผลาญ และการสังเคราะห์แสงของสาหร่ายเซลล์ต่างๆตามการเปลี่ยนแปลงคาร์บอนต่ำที่มีค่า pH ( รูปที่ S4 ) เมื่อปลูกได้นานกว่า 54 วัน สี Sแม็กซิม่าเปลี่ยนจากสีเขียวกับสีน้ำตาล เหลือง ( รูปที่ 2 ) ซึ่งอาจจะเกิดจากการสูญเสียคลอโรฟิลล์ และ ไฟโคไซยานิน [ 16 ] ในขั้นตอนนี้ การตรวจสอบฟิล์มบางของไซยาโนแบคทีเรียและเป็นไปไม่ได้ นี้ photoelectrochemical เซลล์เนื่องจากการเพิ่มเสียงกับสัญญาณอ่อนมาก ( ผลลัพธ์ไม่แสดง ) ในการศึกษาครั้งนี้เรามุ่งสร้างหลักการพื้นฐานของวิธีการของเรา ซึ่งควรดูเป็น " ตัวบ่งชี้ " ในวงกว้างสำหรับการวัดและการตรวจสอบการเจริญเติบโตของไซยาโนแบคทีเรียในกระบวนการปลูก ที่มีประสิทธิภาพอย่างรวดเร็วการทดสอบเวลา 10 – 30 นาทีปัจจุบันการตีความของกลไกการขนส่งอิเล็กตรอนระหว่างแสงระบบการเก็บเกี่ยวของไซยาโนแบคทีเรียและบริเวณใกล้เคียงของทรงตัวทำงานไฟฟ้าไม่ completelyunderstood . ดังนั้นการศึกษาในปัจจุบันของเรามุ่งเน้นในการเพิ่มประสิทธิภาพของระบบเซ็นเซอร์สำหรับการปฏิบัติงานกับหลากหลายทางชีวภาพและทางเคมีไฟฟ้าเงื่อนไขการทดลอง

การแปล กรุณารอสักครู่..

ภาษาอื่น ๆ

การสนับสนุนเครื่องมือแปลภาษา: กรีก, กันนาดา, กาลิเชียน, คลิงออน, คอร์สิกา, คาซัค, คาตาลัน, คินยารวันดา, คีร์กิซ, คุชราต, จอร์เจีย, จีน, จีนดั้งเดิม, ชวา, ชิเชวา, ซามัว, ซีบัวโน, ซุนดา, ซูลู, ญี่ปุ่น, ดัตช์, ตรวจหาภาษา, ตุรกี, ทมิฬ, ทาจิก, ทาทาร์, นอร์เวย์, บอสเนีย, บัลแกเรีย, บาสก์, ปัญจาป, ฝรั่งเศส, พาชตู, ฟริเชียน, ฟินแลนด์, ฟิลิปปินส์, ภาษาอินโดนีเซี, มองโกเลีย, มัลทีส, มาซีโดเนีย, มาราฐี, มาลากาซี, มาลายาลัม, มาเลย์, ม้ง, ยิดดิช, ยูเครน, รัสเซีย, ละติน, ลักเซมเบิร์ก, ลัตเวีย, ลาว, ลิทัวเนีย, สวาฮิลี, สวีเดน, สิงหล, สินธี, สเปน, สโลวัก, สโลวีเนีย, อังกฤษ, อัมฮาริก, อาร์เซอร์ไบจัน, อาร์เมเนีย, อาหรับ, อิกโบ, อิตาลี, อุยกูร์, อุสเบกิสถาน, อูรดู, ฮังการี, ฮัวซา, ฮาวาย, ฮินดี, ฮีบรู, เกลิกสกอต, เกาหลี, เขมร, เคิร์ด, เช็ก, เซอร์เบียน, เซโซโท, เดนมาร์ก, เตลูกู, เติร์กเมน, เนปาล, เบงกอล, เบลารุส, เปอร์เซีย, เมารี, เมียนมา (พม่า), เยอรมัน, เวลส์, เวียดนาม, เอสเปอแรนโต, เอสโทเนีย, เฮติครีโอล, แอฟริกา, แอลเบเนีย, โคซา, โครเอเชีย, โชนา, โซมาลี, โปรตุเกส, โปแลนด์, โยรูบา, โรมาเนีย, โอเดีย (โอริยา), ไทย, ไอซ์แลนด์, ไอร์แลนด์, การแปลภาษา.