2.2. Experimental facility and fish

2.2. Experimental facility and fish husbandry
Fish husbandry was conducted in an indoor re-circulating freshwater system consisting of 18 fiberglass tanks (300 L) with equal supplemental aeration. Juvenile blunt snout bream was obtained from Freshwater Fisheries Research Center and acclimatized with the experimental condition by feeding a commercial diet containing 32% protein and 5% lipid (1.0 mm in diameter, Tongwei Co., Ltd., Sichuan, China) for two weeks. Three tanks were randomly assigned to each diet, and fish (30 fish per tank) were fed with the experimental diets to near satiation four times a day for 3 months. Feed consumption, and the number and weight of dead fish were recorded daily. During the experimental period water quality parameters were kept as follows: temperature was constant (26 ± 1 °C), pH was 7.0–7.5, ammonia nitrogen was lower than 0.05 mg L− 1 and dissolved oxygen was not less than 6.0 mg L− 1. Photoperiod was natural (light–dark cycle) throughout the experimental period.
2.3. Digestibility trial
The digestibility trial was conducted in another re-circulating water system with 18 tanks as described by Peres and Oliva-Teles (2002). 40 fish (mean body weight of 30 g) were distributed to each tank, and three tanks were randomly arranged and assigned to each diet. Yttrium oxide (0.01%) was used as the external indicator in the six experimental diets. After two weeks acclimation, feces from each replicate were collected by siphoning 6–7 h after feeding. Briefly, once feces were observed, they were immediately collected by gently siphoning, dried for 12 h at 50 °C and stored at − 20 °C until analysis. Fecal collection continued for four weeks until 5 g dry weight of fecal material had been sufficiently collected for chemical analysis.
2.4. Sample collection and analysis
2.4.1. Sample collection
At the end of the feeding trial, fish were fasted for 24 h. Fish in each tank were anesthetized with 100 mg L− 1 MS-222, and then weighed and counted. Blood samples were obtained from the caudal vein of three fish from each tank at 2 h and 24 h, respectively, and then centrifuged at 3000 ×g at 4 °C for 10 min to prepare plasma. The livers were divided into two parts for liver enzymes and glycogen assay. Plasma and liver samples were stored at − 80 °C for subsequent measurements. For body composition analysis, 4 fish from each tank were sampled and stored at − 20 °C.
2.4.2. Biochemical analysis
Dry matter, crude protein, lipid and ash contents and gross energy in diet, feces and fish whole body were determined according to the established methods of AOAC (2003): dry matter after drying in an oven at 105 °C until constant weight; crude protein (N × 6.25) by Kjeldahl method after acid digestion; lipid by ether extraction using Soxhlet; ash by combustion at 550 °C for 5 h and gross energy by an adiabatic bomb calorimeter (PARR 1281, USA).
Analyses of glucose, protein, cholesterol and triglyceride in plasma were carried out with an automatic biochemical analyzer (Mindray BS-400, Mindray Medical International Ltd., Shenzhen, China) using glucose oxidase method, biuret method, cholesterol oxidase method and GPO-POD method, respectively (Li et al., 2012). Glycogen was determined using the method described by Hassid and Abraham (1957). Yttrium concentrations were determined with an inductively coupled plasma atomic emission spectrophotometer (ICP-OES; VISTAMPX, VARIAN) after perchloric acid digestion. Hepatic enzyme activities of glucokinase (GK), pyruvate kinase (PK), glucose-6-phosphate dehydrogenase (G6PDH) and glucose-6-phosphatase (G6Pase) were determined according to the methods described by Caseras et al. (2002), Kirchner et al. (2003), Pérez-Jiménez et al. (2007) and Panserat et al. (2000), respectively.
2.4.3. Calculation and statistical analysis
The following variables were calculated:
Survival (%) = 100 × (final number of fish) / (initial number of fish);
Specific growth rate (SGR, % day− 1) = 100 × (Ln final fish weight − Ln initial fish weight) / the experimental duration in days;
Feed conversion ratio (FCR, g feed/g gain) = dry diet fed / wet weight gain;
Protein efficiency ratio (PER, g gain/g protein) = wet weight gain / protein intake;
Feed intake (FI, g/fish/day) = dry diet fed / (final fish weight + initial fish weight) / (2 × the experimental duration in days);
Digestible energy intake (DEI, kJ/fish/day) = digestible energy in feed × feed intake;
Condition factor = 100 × body weight / (body length3);
Hepatosomatic index (HSI, %) = 100 × liver wet weight / body wet weight;
Viscerosomatic index (VSI, %) = 100 × viscera weight / body wet weight;
Apparent digestibility coefficient (ADC) of dry matter (%) = 100 − (dietary Y2O3 / fecal Y2O3) × 100;
Apparent digestibility coefficient (ADC) of nutrients or energy (%) = (1 − (dietary Y2O3 / fecal Y2O3) × (fecal nutrient or energy / dietary nutrient or energy)) × 100.
Data were statistically analyzed using SPSS version 11.5 (SPSS, Chicago, IL, USA), then subjected to one-way analysis of variances (ANOVA). Significant differences among the group means were further compared using Duncan's multiple range tests at 2 h or 24 h postprandial. The effect of sampling time for each carbohydrate source was assayed by the Student t test as described by Capilla et al. (2004). P < 0.05 was considered statistically significant. Results were expressed as mean ± SE.
3. Results
3.1. Growth performance
The growth performance of juvenile blunt snout fed with different experimental diets for 3 months is shown in Table 2. Survival rate of fish fed with each experimental diet was above 90% and it was independent of dietary treatments. The best final weight (18.4 g), SGR (2.46%/day), FCR (1.41 g feed/g gain) and PER (2.22 g gain/protein) were found in fish fed with the dextrin diet, while the poorest values were observed in fish fed with the cellulose diet. Growth performance was not affected by dietary carbohydrate source except by dextrin. Fish fed with the glucose or maltose diet showed significantly lower PER and higher FCR compared to those fed with the dextrin diet. Significantly higher feed intake was observed in fish fed with the cellulose diet (2.91 g/fish/day) than those fed with diets containing other carbohydrate source. Significantly higher digestible energy intake was found in fish fed with diet containing dextrin, maltose or glucose compared to those fed with the cellulose diet.

ผลลัพธ์ (ไทย) 1:

2.2 การทดลองเลี้ยงปลาและสิ่งอำนวยความสะดวกมีดำเนินการเลี้ยงปลาในร่มอีกครั้งหมุนเวียนน้ำจืดระบบประกอบด้วย 18 ไฟเบอร์ถัง (300 L) กับ aeration เท่าเพิ่มเติม อารมณ์ทื่อ snout ทรายแดงได้รับจากศูนย์วิจัยประมง Freshwater และ acclimatized มีทดลอง โดยอาหารอาหารเชิงพาณิชย์ที่ประกอบด้วยโปรตีน 32% และไขมัน 5% (1.0 mm เส้นผ่านศูนย์กลาง Tongwei Co., Ltd. เสฉวน จีน) สำหรับสองสัปดาห์ สามถังถูกสุ่มกำหนดให้อาหารแต่ละ และปลา (ปลา 30 ต่อถัง) ถูกเลี้ยง ด้วยอาหารทดลองที่ใกล้ satiation สี่ครั้งต่อวัน 3 เดือน ปริมาณอาหาร และจำนวน และน้ำหนักของปลาที่ตายได้บันทึกทุกวัน ในน้ำระยะเวลาทดลองระหว่าง พารามิเตอร์คุณภาพพระราชวงศ์ดัง: อุณหภูมิไม่คง (26 ± 1 ° C), ค่า pH เป็น 7.0 – 7.5 แอมโมเนียไนโตรเจนไม่ต่ำกว่า 0.05 มิลลิกรัม L− 1 และปริมาณออกซิเจนละลายไม่ต่ำกว่า 6.0 มิลลิกรัม L− 1 ช่วงแสงมีธรรมชาติ (แสงความมืดรอบ) ตลอดระยะเวลาทดลองงาน2.3. digestibility ทดลองDigestibility ทดลองถูกดำเนินการในระบบน้ำหมุนเวียนใหม่อีกด้วย 18 ถังดังที่ Peres และโอลิวาชุน-Teles (2002) ปลา 40 (หมายถึงน้ำหนักของ 30 g) ถูกแจกจ่ายไปยังแต่ละถัง และถังสามสุ่มจัด และให้อาหารแต่ละ อิตเทรียมออกไซด์ (0.01%) ถูกใช้เป็นตัวบ่งชี้ภายนอกในอาหารทดลอง 6 หลังจากสองสัปดาห์ acclimation อุจจาระจากจำลองแต่ละถูกรวบรวม โดยการยักย้ายถ่ายเท h 6-7 หลังอาหาร สั้น ๆ เมื่ออุจจาระสุภัค พวกเขาทันทีโดยค่อย ๆ ยักย้ายถ่ายเท แห้งสำหรับ h 12 ที่ 50 ° C และเก็บอยู่ที่− 20 ° C จนถึงการวิเคราะห์ คอลเลกชัน fecal อย่างต่อเนื่อง 4 สัปดาห์จนกว่า 5 กรัมน้ำหนักแห้งของวัสดุ fecal เคยเก็บเพียงพอสำหรับการวิเคราะห์ทางเคมี2.4 การเก็บและวิเคราะห์ตัวอย่าง2.4.1 ตัวอย่างชุดเมื่อสิ้นสุดการทดลองให้อาหาร ปลาถูกอดสำหรับ 24 h. ปลาในแต่ละถังได้ด้วยกับ 100 มิลลิกรัม L− 1 MS-222 แล้วชั่งน้ำหนัก และนับ ตัวอย่างเลือดได้รับจากหลอดเลือดดำ caudal ปลาสามจากแต่ละถังที่ 2 h และ 24 h ตามลำดับ และ centrifuged แล้ว ที่ 3000 × g ที่ 4 ° C สำหรับ 10 นาทีเพื่อเตรียมพลาสมา Livers ที่ถูกแบ่งออกเป็นสองส่วนสำหรับเอนไซม์ตับและยังวิเคราะห์ ตัวอย่างพลาสมาและตับถูกเก็บไว้ที่− 80 ° C สำหรับการประเมินภายหลัง สำหรับการวิเคราะห์องค์ประกอบร่างกาย ปลา 4 จากแต่ละถังมีความ และเก็บไว้ที่− 20 องศาเซลเซียส2.4.2. ชีวเคมีวิเคราะห์แห้งเรื่อง ดิบโปรตีน ไขมัน และเถ้าเนื้อหา และพลังงานรวมในอาหาร อุจจาระและปลาทั้งร่างกายถูกกำหนดตามวิธี AOAC (2003) ก่อตั้ง: แห้งเรื่องหลังจากอบในเตาอบที่ 105 ° C จนน้ำหนักคง โปรตีนหยาบ (N × 6.25) โดยวิธี Kjeldahl หลังจากย่อยอาหารกรด ระดับไขมันในเลือด โดยอีเทอร์สกัดใช้ Soxhlet เถ้าจากการเผาไหม้ที่ 550 ° C 5 h และพลังงานรวม โดยแคลอรีมิเตอร์ระเบิดการอะเดียแบติก (พารร์ 1281 สหรัฐอเมริกา)วิเคราะห์ของกลูโคส โปรตีน ไขมัน และไตรกลีเซอไรด์ในพลาสมาได้ดำเนินการ ด้วยความเป็นอัตโนมัติชีวเคมีวิเคราะห์ (Mindray BS-400, Mindray แพทย์อินเตอร์เนชั่นแนล จำกัด เซินเจิ้น จีน) ใช้วิธี oxidase กลูโคส วิธี biuret ไขมันวิธี oxidase และ GPO-POD วิธี ตามลำดับ (Li et al., 2012) ไกลโคเจนที่ถูกกำหนดโดยใช้วิธีอธิบาย โดย Hassid และอับราฮัม (1957) ความเข้มข้นอิตเทรียมถูกกำหนด ด้วยการพลาสม่าท่านอะตอมมลพิษเครื่องทดสอบกรดด่าง (วิจัย VISTAMPX แล้วแต่กำหนด) หลัง perchloric กรดย่อยอาหาร กิจกรรมของเอนไซม์ตับ glucokinase (GK), pyruvate kinase (PK), dehydrogenase กลูโคส-6-ฟอสเฟต (G6PDH) และน้ำตาลกลูโคส-6-ฟอสฟาเตส (G6Pase) ได้กำหนดตามวิธีอธิบายไว้ โดย Caseras et al. (2002), Kirchner และ al. (2003), Pérez Jiménez et al. (2007) และ Panserat et al. (2000), ตามลำดับ2.4.3 การคำนวณและวิเคราะห์ทางสถิติมีคำนวณตัวแปรต่อไปนี้:รอด (%) = 100 × (หมายเลขสุดท้ายของปลา) / (จำนวนปลาเริ่มต้น);อัตราการเติบโตเฉพาะ (SGR, % day− 1) = 100 × (Ln ปลาสุดท้ายน้ำหนัก− Ln ปลาเริ่มต้นน้ำหนัก) / ระยะเวลาทดลองในวันอัตราส่วนการแปลงอาหาร (FCR กำไร อาหาร/g g) =อาหารแห้งอาหาร / เปียกน้ำหนักเพิ่มอัตราส่วนประสิทธิภาพโปรตีน (ต่อ โปรตีน กำไร/g g) =น้ำหนักเปียก / บริโภคโปรตีนอาหารบริโภค (FI, g/ปลา/วัน) =อาหารแห้งอาหาร / (ปลาสุดท้ายน้ำหนัก + น้ำหนักปลาเริ่มต้น) / (2 ×ระยะเวลาทดลองวัน);บริโภคพลังงาน digestible (ได kJ/ปลา/วัน) = digestible พลังงานในอาหารสัตว์ซื้ออาหารบริโภคปัจจัยเงื่อนไข = 100 ×น้ำหนัก / (ตัว length3);ดัชนี Hepatosomatic (HSI %) =น้ำหนักเปียกตับ× 100 / น้ำหนักเปียก ในร่างกายดัชนี Viscerosomatic (VSI %) = 100 ×ศพน้ำหนัก / น้ำหนักเปียก ในร่างกายสัมประสิทธิ์ digestibility ชัดเจน (ADC) เรื่องแห้ง (%) = 100 − (Y2O3 อาหาร / fecal Y2O3) × 100สัมประสิทธิ์ digestibility ชัดเจน (ADC) ของสารอาหารหรือพลังงาน (%) = (1 − (Y2O3 อาหาร / fecal Y2O3) × (fecal สารหรือพลังงาน / อาหารสารอาหารหรือพลังงาน)) × 100ข้อมูลได้ทางสถิติวิเคราะห์โดยใช้โปรแกรมรุ่น 11.5 (โปรแกรม ชิคาโก IL สหรัฐอเมริกา), แล้ว ต้องทางเดียวการวิเคราะห์ผลต่าง (การวิเคราะห์ความแปรปรวน) ความแตกต่างอย่างมีนัยสำคัญระหว่างวิธีการกลุ่มได้เพิ่มเติมเปรียบเทียบใช้ของดันแคนหลายช่วงทดสอบที่ 2 h หรือ 24 h postprandial ผลของเวลาในแต่ละแหล่งคาร์โบไฮเดรตถูก assayed โดยการทดสอบ t ของนักเรียนตามที่อธิบายไว้โดย Capilla et al. (2004) P < 0.05 ถือเป็นอย่างมีนัยสำคัญทางสถิติ ผลลัพธ์ที่แสดงเป็นเฉลี่ย± SE3. ผลลัพธ์3.1 การเติบประสิทธิภาพการเจริญเติบโตของ snout ทื่อเด็กที่เลี้ยง ด้วยอาหารทดลองต่าง ๆ สำหรับ 3 เดือนแสดงในตารางที่ 2 มีอัตราการรอดตายของปลาที่เลี้ยง ด้วยอาหารทดลองแต่ละด้านบน 90% และก็ขึ้นอยู่กับอาหารการรักษา สุดท้ายน้ำหนัก (18.4 กรัม), SGR (2.46%/day), FCR (1.41 g/g อาหารกำไร) และต่อ (กำไร 2.22 กรัมโปรตีน) พบในปลาที่เลี้ยง ด้วยอาหาร dextrin ในขณะที่ค่ายากจนที่สุดถูกพบในปลาที่เลี้ยง ด้วยอาหารเซลลูโลส ประสิทธิภาพการเจริญเติบโตได้ไม่มีผลกระทบ โดยแหล่งอาหารคาร์โบไฮเดรตยกเว้น โดย dextrin ปลาที่เลี้ยง ด้วยอาหารกลูโคสหรือ maltose พบต่อต่ำและ FCR สูงเมื่อเทียบกับผู้ที่เลี้ยง ด้วยอาหาร dextrin เพิ่มอย่างมีนัยสำคัญที่พบในปลาที่เลี้ยง ด้วยอาหารเซลลูโลส (2.91 กรัมปลา/วันกว่าเลี้ยง ด้วยอาหารที่ประกอบด้วยคาร์โบไฮเดรตแหล่งอื่น อย่างมีนัยสำคัญสูงบริโภคพลังงาน digestible พบในปลาที่เลี้ยง ด้วยอาหารประกอบด้วย dextrin, maltose หรือเปรียบเทียบกับผู้ที่เลี้ยง ด้วยอาหารเซลลูโลสกลูโคส

ผลลัพธ์ (ไทย) 2:

2.2 สิ่งอำนวยความสะดวกและการทดลองเลี้ยงปลา
การเลี้ยงปลาได้ดำเนินการในระบบน้ำจืดในร่มหมุนเวียนใหม่ประกอบด้วย 18 ถังไฟเบอร์กลาส (300 ลิตร) ด้วยการเติมอากาศเพิ่มเติมเท่ากับ เด็กและเยาวชนทรายแดงจมูกทื่อที่ได้รับจากการประมงน้ำจืดศูนย์วิจัยและปรับสภาพกับสภาพการทดลองโดยการให้อาหารอาหารเชิงพาณิชย์ที่มีโปรตีน 32% และ 5% ไขมัน (1.0 มิลลิเมตรเส้นผ่าศูนย์กลาง Tongwei จำกัด มณฑลเสฉวน, จีน) เป็นเวลาสองสัปดาห์ . สามรถถังถูกสุ่มให้อาหารแต่ละและปลา (30 ปลาต่อถัง) ได้รับการเลี้ยงด้วยอาหารทดลองใกล้ป้อยอสี่ครั้งต่อวันเป็นเวลา 3 เดือน ปริมาณอาหารที่กินและจำนวนและน้ำหนักของปลาตายที่ถูกบันทึกไว้ในชีวิตประจำวัน ในช่วงระยะเวลาการทดลองคุณภาพน้ำถูกเก็บไว้ดังต่อไปนี้: อุณหภูมิคงที่ (26 ± 1 ° C), ค่า pH เป็น 7.0-7.5 ไนโตรเจนแอมโมเนียต่ำกว่า 0.05 มิลลิกรัม L- ออกซิเจนที่ละลายในน้ำที่ 1 และเป็นไม่น้อยกว่า 6.0 มก. L- 1. ช่วงแสงเป็นธรรมชาติ (วงจรไฟมืด) ตลอดระยะเวลาการทดลอง.
2.3 การทดลองย่อยได้
ทดลองการย่อยได้ดำเนินการในระบบน้ำหมุนเวียนใหม่อีก 18 ถังตามที่อธิบายไว้โดยเปเรสและ Oliva-Teles (2002) 40 ปลา (ค่าเฉลี่ยของน้ำหนักตัว 30 กรัม) มีการกระจายไปยังถังแต่ละและสามรถถังถูกจัดแบบสุ่มและกำหนดให้กับแต่ละอาหาร อิตเทรียมออกไซด์ (0.01%) ถูกใช้เป็นตัวบ่งชี้ภายนอกในช่วงหกอาหารทดลอง หลังจากสองสัปดาห์เคยชินกับสภาพอุจจาระจากซ้ำแต่ละถูกเก็บรวบรวมโดยดูด 6-7 ชั่วโมงหลังจากการให้อาหาร สั้น ๆ เมื่ออุจจาระพบพวกเขาเก็บได้ทันทีโดยละม่อมดูดแห้งเป็นเวลา 12 ชั่วโมงที่อุณหภูมิ 50 ° C และเก็บไว้ที่ - 20 ° C จนการวิเคราะห์ คอลเลกชันอุจจาระอย่างต่อเนื่องเป็นเวลาสี่สัปดาห์จนถึง 5 กรัมน้ำหนักแห้งของวัสดุอุจจาระได้รับการเก็บรักษาอย่างเพียงพอสำหรับการวิเคราะห์สารเคมี.
2.4 การเก็บตัวอย่างและการวิเคราะห์
2.4.1 การเก็บตัวอย่าง
เมื่อสิ้นสุดการทดลองให้อาหารปลาได้รับการอดอาหารเป็นเวลา 24 ชั่วโมง ปลาในแต่ละถังถูกวางยาสลบที่มี 100 มิลลิกรัม L- 1 MS-222 และจากนั้นชั่งน้ำหนักและนับ ตัวอย่างเลือดที่ได้รับจากหลอดเลือดดำหางสามปลาจากถังละ 2 ชั่วโมงและ 24 ชั่วโมงตามลำดับและปั่นแล้วที่ 3000 ×กรัมที่อุณหภูมิ 4 องศาเซลเซียสเป็นเวลา 10 นาทีเพื่อเตรียมความพร้อมพลาสม่า ตับถูกแบ่งออกเป็นสองส่วนสำหรับเอนไซม์ตับและทดสอบไกลโคเจน พลาสม่าและตัวอย่างตับถูกเก็บไว้ที่ - 80 ° C สำหรับการตรวจวัดที่ตามมา สำหรับร่างกายการวิเคราะห์องค์ประกอบ 4 ปลาแต่ละถังเก็บตัวอย่างและเก็บไว้ที่ -. 20 ° C
2.4.2 การวิเคราะห์ทางชีวเคมี
วัตถุแห้ง, โปรตีน, ไขมันและเถ้าและพลังงานขั้นต้นในอาหารอุจจาระและร่างกายปลาได้รับการพิจารณาให้เป็นไปตามวิธีการที่จัดตั้งขึ้นของ AOAC (2003): แห้งหลังจากการอบแห้งในเตาอบที่อุณหภูมิ 105 องศาเซลเซียสจนน้ำหนักคงที่ ; โปรตีน (ยังไม่มี× 6.25) โดยวิธี Kjeldahl หลังจากการย่อยอาหารกรด; ไขมันโดยการสกัดโดยใช้วิธีการสกัดแบบอีเธอร์; เถ้าจากการเผาไหม้ที่อุณหภูมิ 550 องศาเซลเซียสเป็นเวลา 5 ชั่วโมงและพลังงานขั้นต้นโดยความร้อนระเบิดอะเดียแบติก (PARR 1281, ประเทศสหรัฐอเมริกา).
การวิเคราะห์ของกลูโคสโปรตีนคอเลสเตอรอลและไตรกลีเซอไรด์ในพลาสมาได้ดำเนินการกับการวิเคราะห์ทางชีวเคมีอัตโนมัติ (Mindray BS-400, Mindray แพทย์อินเตอร์เนชั่นแนล จำกัด , เซินเจิ้น, จีน) โดยใช้วิธีการ oxidase กลูโคสวิธี Biuret วิธี oxidase คอเลสเตอรอลและวิธี GPO-POD ตามลำดับ (Li et al., 2012) ไกลโคเจนถูกกำหนดโดยใช้วิธีการอธิบายโดย Hassid และอับราฮัม (1957) ความเข้มข้นอิตเทรียมได้รับการพิจารณาด้วยพลาสม่า inductively คู่สเปกการปล่อยอะตอม (ICP-OES; VISTAMPX, VARIAN) หลังจากการย่อยอาหารกรดเปอร์คลอริก เอนไซม์ตับของ glucokinase (GK), ไคเนสไพรู (PK), กลูโคส -6- ฟอสเฟต dehydrogenase (G6PDH) และกลูโคส-6-phosphatase (G6Pase) ได้รับการพิจารณาเป็นไปตามวิธีการที่อธิบายโดย Caseras และคณะ (2002), Kirchner และคณะ (2003) Pérez-Jiménezและคณะ (2007) และ Panserat และคณะ (2000) ตามลำดับ.
2.4.3 การคำนวณและการวิเคราะห์ทางสถิติ
ตัวแปรต่อไปนี้จะถูกคำนวณ:
รอด (%) = 100 × (ตัวเลขสุดท้ายของปลา) / (จำนวนเริ่มต้นของปลา)
อัตราการเจริญเติบโตเฉพาะ (SGR% Day- 1) = 100 × (Ln น้ำหนักปลาสุดท้าย - Ln น้ำหนักปลาเริ่มต้น) / ระยะเวลาการทดลองในวัน
อัตราการเปลี่ยนอาหาร (FCR, ฟีดกรัม / กรัมกำไร) = อาหารแห้งเลี้ยง / การเพิ่มน้ำหนักเปียก;
ประสิทธิภาพการใช้โปรตีน (PER, กําไรกรัม / กรัมโปรตีน) = น้ำหนักที่เพิ่มขึ้นเปียก / การบริโภคโปรตีน
ปริมาณอาหารที่กิน (FI g ​​/ ปลา / วัน) = อาหารแห้งเลี้ยง / (น้ำหนักปลาสุดท้าย + น้ำหนักปลาเริ่มต้น) / (2 ×ระยะเวลาการทดลองในวัน)
ปริมาณพลังงานย่อย (DEI, จูล / ปลา / วัน) = พลังงานที่ย่อยในอาหาร×ปริมาณอาหารที่กิน;
ปัจจัยสภาพ = 100 ×น้ำหนักตัว / (ร่างยาว 3)
ดัชนีตับ (HSI,%) = 100 ×ตับน้ำหนักเปียก / ร่างกายน้ำหนักเปียก;
ดัชนี Viscerosomatic (VSI,%) = 100 ×น้ำหนักอวัยวะภายในร่างกาย / น้ำหนักเปียก;
สัมประสิทธิ์การย่อยได้ชัดเจน (ADC) ของวัตถุแห้ง (%) = 100 - (อาหาร Y2O3 / อุจจาระ Y2O3) × 100;
สัมประสิทธิ์การย่อยได้ชัดเจน (ADC) ของสารอาหารหรือพลังงาน (%) = (1 -. (อาหาร Y2O3 / Y2O3 อุจจาระ) × (สารอาหารอุจจาระหรือพลังงาน / สารอาหารอาหารหรือพลังงาน)) × 100
วิเคราะห์ข้อมูลทางสถิติใช้รุ่น SPSS 11.5 (SPSS, Chicago, IL, USA) แล้วภายใต้การวิเคราะห์ทางเดียว ความแปรปรวน (ANOVA) ความแตกต่างอย่างมีนัยสำคัญหมายถึงกลุ่มที่ถูกเมื่อเทียบเพิ่มเติมได้โดยใช้การทดสอบช่วงหลายของดันแคนที่ 2 ชั่วโมงหรือ 24 ชั่วโมงภายหลังตอนกลางวัน ผลของระยะเวลาการเก็บตัวอย่างแต่ละแหล่งคาร์โบไฮเดรตได้รับการวิเคราะห์โดยการทดสอบทีนักศึกษาตามที่อธิบายไว้โดย Capilla และคณะ (2004) P <0.05 ได้รับการพิจารณาอย่างมีนัยสำคัญทางสถิติ ผลลัพธ์ที่ได้แสดงเป็นค่าเฉลี่ย± SE.
3 ผล
3.1 การเจริญเติบโต
การเจริญเติบโตของจมูกทื่อเด็กและเยาวชนที่เลี้ยงด้วยอาหารทดลองที่แตกต่างกันเป็นเวลา 3 เดือนจะแสดงในตารางที่ 2 อัตราการรอดตายของปลาที่เลี้ยงด้วยอาหารทดลองแต่ละสูงกว่า 90% และมันก็เป็นอิสระของการรักษาอาหาร น้ำหนักสุดท้ายที่ดีที่สุด (18.4 กรัม) SGR (2.46% / วัน), FCR (1.41 กรัมฟี / กรัมกำไร) และ PER (2.22 กรัมกําไร / โปรตีน) พบในปลาที่เลี้ยงด้วยอาหารเดกซ์ทรินในขณะที่ค่าที่ยากจนที่สุดได้ พบในปลาที่เลี้ยงด้วยอาหารเซลลูโลส การเจริญเติบโตที่ไม่ได้รับผลกระทบจากแหล่งคาร์โบไฮเดรตอาหารยกเว้นโดยเดกซ์ทริน ปลาที่เลี้ยงด้วยกลูโคสหรืออาหารมอลโตสแสดงให้เห็น PER ต่ำอย่างมีนัยสำคัญและอัตราแลกเนื้อสูงขึ้นเมื่อเทียบกับผู้ที่เลี้ยงด้วยอาหารเดกซ์ทริน อย่างมีนัยสำคัญกินอาหารที่สูงขึ้นพบว่าในปลาที่เลี้ยงด้วยอาหารเซลลูโลส (2.91 กรัม / ตัว / วัน) กว่าผู้ที่เลี้ยงด้วยอาหารที่มีแหล่งคาร์โบไฮเดรตอื่น ๆ อย่างมีนัยสำคัญปริมาณพลังงานที่ย่อยได้สูงกว่าที่พบในปลาที่เลี้ยงด้วยอาหารที่มีเดกซ์ทริน, มอลโตสกลูโคสหรือเมื่อเทียบกับผู้ที่เลี้ยงด้วยอาหารเซลลูโลส

ผลลัพธ์ (ไทย) 3:

2.2 . สถานที่ทดลองการเลี้ยงปลาการเลี้ยงปลา
วัตถุประสงค์ในร่มเป็นระบบหมุนเวียนน้ำจืดประกอบด้วย 18 ไฟเบอร์กลาสถัง 300 ลิตร ) กับเท่ากับเสริม อากาศ เยาวชนทื่อจมูกแดงได้จากศูนย์วิจัยการประมงน้ำจืด และเคยชินกับสภาพทดลองโดยการให้อาหารเชิงพาณิชย์ที่มีโปรตีน 32% และ 5 % ไขมัน ( 10 มิลลิเมตรในเส้นผ่าศูนย์กลาง Tongwei Co . , Ltd . , เสฉวน , จีน ) สำหรับสองสัปดาห์ 3 ถังสุ่มเป็นกลุ่มอาหารแต่ละสูตร และปลา ( 30 ตัว ต่อถัง ) ถูกเลี้ยงด้วยอาหารทดลองไปใกล้ความอิ่มอกอิ่มใจสี่ครั้งต่อวันเป็นเวลา 3 เดือน ปริมาณอาหารที่กินและจำนวนและน้ำหนักของปลาที่ตายถูกบันทึกไว้ทุกวัน ในช่วงระยะเวลาทดลองคุณภาพน้ำพารามิเตอร์ได้ดังนี้อุณหภูมิคงที่ ( 26 ± 1 ° C ) , pH 7.0 - 7.5 , แอมโมเนียไนโตรเจนต่ำกว่า 0.05 mg L − 1 และปริมาณออกซิเจนละลายน้ำไม่ต่ำกว่า 6.0 mg L − 1 แสง ( แสงธรรมชาติ–วงจรมืด ) ตลอดระยะเวลาทดลอง
2.3 ได้ทดลอง
ได้การทดลองใช้ระบบน้ำหมุนเวียนอีกเป็น 18 ถัง ตามที่อธิบายไว้โดยและเปเร Oliva TELES ( 2002 )40 ปลา ( หมายถึงน้ำหนัก 30 กรัม ) มีการกระจายไปแต่ละถัง และ 3 ถัง และมอบหมายให้แต่ละคนเตรียมอาหาร อิตเทรียมออกไซด์ ( 0.01% ) ที่ถูกใช้เป็นตัวบ่งชี้ภายนอกในหกทดลองอาหาร หลังจากสองสัปดาห์ acclimation อุจจาระจากแต่ละซ้ำมีจำนวนดูด 6 – 7 H หลังจากให้อาหาร สั้น ๆ , เมื่ออุจจาระที่พบ ,พวกเขาทันทีรวบรวมโดยค่อยๆดูดแห้งเป็นเวลา 12 ชั่วโมง 50 ° C และเก็บรักษาที่อุณหภูมิ 20 ° C −จนถึงการวิเคราะห์ ฟีคอลเลกชันต่อเนื่อง 4 สัปดาห์ จนถึง 5 กรัมน้ำหนักแห้งของวัสดุที่เติมได้เพียงพอ รวบรวมเพื่อการวิเคราะห์ทางเคมี
2.4 . การเก็บตัวอย่างและการวิเคราะห์
เครื่องมือกำจัดเพื่อย้าย . ตัวอย่างคอลเลกชัน
ที่ส่วนท้ายของทำการเลี้ยงปลาถูกอดอาหารเป็นเวลา 24 ชั่วโมงปลาในแต่ละถังที่ถูกวางยาสลบด้วย 100 mg L − 1 ms-222 แล้วชั่งน้ำหนัก และนับ ตัวอย่างเลือดที่ได้จากหลอดเลือดดำ หาง ปลา 3 จากแต่ละถังที่ 2 ชั่วโมงและ 24 ชั่วโมง ตามลำดับ และระดับที่ 3 × 4 ° C G 10 นาทีเพื่อเตรียมความพร้อม พลาสมา ตับแบ่งออกเป็นสองส่วนสำหรับเอนไซม์ในตับ และไกลโคเจน ตามลำดับพลาสมาและตับจำนวน 80 องศา C อุณหภูมิ−สำหรับวัดที่ตามมา สำหรับการวิเคราะห์องค์ประกอบร่างกาย , 4 ปลาจากแต่ละถัง จำนวนที่เก็บรักษาที่อุณหภูมิ 20 องศา −
2.4.2 . ชีวเคมีวิเคราะห์
แห้ง หยาบ โปรตีน ไขมันและเถ้า และรวมพลังงานในอาหาร อุจจาระ และ ปลา ร่างทั้งร่างถูกกำหนดตามวิธีการของโปรตีน ( 2003 )หลังการอบแห้งในเตาอบที่ 105 ° C จนน้ำหนักคงที่ ; โปรตีน n × 6.25 ) โดยวิธีเจลดาห์ลหลังจากการย่อยไขมัน โดยการสกัดอีเทอร์โดยใช้กรด ; ไขมัน ; เถ้าจากการเผาไหม้ที่ 550 องศา C เป็นเวลา 5 ชั่วโมงและพลังงานทั้งหมด โดยเป็นระเบิดสำหรับแคลอริมิเตอร์ ( พาร์ 1281 , USA ) .
การวิเคราะห์กลูโคส โปรตีนคอเลสเตอรอลและไตรกลีเซอไรด์ในพลาสมาได้ทดลองกับเครื่องวิเคราะห์ทางชีวเคมีแบบอัตโนมัติ ( mindray bs-400 mindray ทางการแพทย์ , อินเตอร์เนชั่นแนล , เซินเจิ้น , จีน ) โดยใช้วิธีการไบยูเร็ตเอนไซม์กลูโคสออกซิเดสคอเลสเตอรอล วิธีและวิธีการ gpo-pod ตามลำดับ ( Li et al . , 2012 ) ไกลโคเจน ตัดสินใจใช้วิธีอธิบายโดย hassid อับราฮัม ( 1957 )อิตเทรียมความเข้มข้นมุ่งมั่นกับการอุปนัยคู่พลาสมาอะตอม Spectrophotometer ( vistampx ไร้รูปแบบ ; , ) หลังจากเปอร์คลอริกแอซิดการย่อยอาหาร กิจกรรมของเอนไซม์เอนไซม์ไคเนส ( GK ) , Pyruvate kinase ( PK ) glucose-6-phosphate dehydrogenase ( g6pdh ) และ glucose-6-phosphatase ( g6pase ) คำนวณตามวิธีการที่อธิบายโดย caseras et al . ( 2002 )เคิร์ชเนอร์ et al . ( 2003 ) , เปเรซ Jim é nez et al . ( 2007 ) และ panserat et al . ( 2000 ) , ตามลำดับ .
2.4.3 . การวิเคราะห์และการคำนวณทางสถิติตัวแปรต่อไปนี้ได้ :

รอด ( % ) = 100 × ( ตัวเลขสุดท้ายของปลา ) / ( ตัวเลขเบื้องต้นของปลา ;
) อัตราการเจริญเติบโตจำเพาะ ( SGR , % วัน− 1 ) = 100 × ( แต่สุดท้ายปลาน้ำหนักน้ำหนักปลาเริ่มต้นที่− ) / ระยะเวลาทดลองใน วัน ;
อัตราส่วนการเปลี่ยนอาหารเป็นเนื้อ ( FCR , G / G ได้รับฟีด ) = บริการอาหารอาหาร / น้ำหนักเปียก ;
อัตราส่วนประสิทธิภาพโปรตีน ( ต่อ G ได้รับ / กรัมโปรตีน ) = น้ำหนักเปียกเพิ่มการบริโภคโปรตีนที่บริโภคอาหาร ( Fi ;
, g / ปลา / วัน ) = บริการอาหารอาหาร ( สุดท้ายปลาน้ำหนักน้ำหนัก ปลาเบื้องต้น ) / ( 2 ×ระยะเวลาการทดลองในวัน ) ;
การบริโภคพลังงานย่อย ( เดย์ , KJ / ปลา / วัน ) = พลังงานที่ย่อยอาหารการกิน× ;
เงื่อนไขปัจจัย = 100 ×น้ำหนัก / ( ร่างกาย length3 ) ;
ดัชนี hepatosomatic ( HSI , % ) = 100 ×ตับน้ำหนักเปียก / ร่างกาย น้ำหนักเปียก ;
ดัชนี viscerosomatic ( VSI , % ) = 100 ×เครื่องในน้ำหนักน้ำหนักเปียก / ร่างกาย ;
ค่าสัมประสิทธิ์การย่อยได้ชัดเจน ( ADC ) ของวัตถุแห้ง ( % ) = 100 − ( อาหาร y2o3 / อุจจาระ y2o3 ) × 100 ;
ค่าสัมประสิทธิ์การย่อยได้ชัดเจน ( ADC ) ของสารอาหารหรือพลังงาน ( % ) = ( − 1 ( อาหาร y2o3 / อุจจาระ y2o3 ) × ( สารอาหารหรือพลังงาน / อาหารที่เติมสารอาหารหรือพลังงาน ) × 100
สถิติที่ใช้วิเคราะห์ข้อมูล ใช้โปรแกรม SPSS รุ่น 11.5 , ชิคาโก , IL , USA ) แล้วต้องวิเคราะห์ความแปรปรวน ( ANOVA )ความแตกต่างระหว่างค่าเฉลี่ยได้เปรียบเทียบโดยใช้การทดสอบหลายช่วงดันแคนที่ 2 ชั่วโมง หรือ 24 ชั่วโมงหลังอาหาร . ผลของเวลาการเก็บตัวอย่างสำหรับแต่ละแหล่งคาร์โบไฮเดรตถูก assayed โดยแบบทดสอบของนักศึกษาตามที่อธิบายไว้โดย capilla et al . ( 2004 ) อย่างมีนัยสำคัญทางสถิติที่ p < 0.05 . ผลลัพธ์ที่ได้แสดงเป็นค่าเฉลี่ย±เซ .
3 ผลลัพธ์
3.1 .
การเจริญเติบโตการเจริญเติบโตของเด็กที่เลี้ยงด้วยอาหารทดลองทุกสูตรต่าง ๆจมูกทู่ เป็นเวลา 3 เดือน แสดงดังตารางที่ 2 อัตราการรอดของปลาที่เลี้ยงด้วยอาหารทดลองแต่ละมากกว่า 90% และเป็นอิสระของการรักษาอาหาร น้ำหนักสุดท้ายที่ดีที่สุด ( 18.4 กรัม ) , เมล็ด ( 2.46 % / วัน ) , เปลี่ยน ( 1.41 กรัมอาหาร / g ได้ ) และต่อ ( 2.22 กรัม ได้โปรตีน ) ที่พบในปลาที่เลี้ยงด้วยอาหารเด็กซ์ตริน ,ในขณะที่ค่านิยมที่พบในปลาที่เลี้ยงด้วยสารอาหาร การเจริญเติบโต ได้รับผลกระทบ โดยแหล่งคาร์โบไฮเดรตอาหารยกเว้นโดยเดกซ์ทริน . ปลาที่เลี้ยงกับกลูโคส หรือน้ำตาลอาหารให้ลดลงต่อ และสูงกว่าเมื่อเทียบกับผู้ที่ใช้เลี้ยงกับเดกซ์ทรินอาหาร สูงกว่าปริมาณอาหารพบว่าในปลาที่เลี้ยงด้วยอาหารเซลลูโลส ( 291 กรัม / ปลา / วัน ) กว่าที่เลี้ยงด้วยอาหารที่มีแหล่งคาร์โบไฮเดรตอื่น ๆ ย่อยสูงกว่าการบริโภคพลังงานที่พบในปลาที่เลี้ยงด้วยอาหารที่มีน้ำตาลหรือกลูโคส dextrin , เมื่อเทียบกับผู้ที่เลี้ยงด้วยอาหาร
เซลลูโลส .