A decade has passed since the initi

A decade has passed since the initial discovery of RNA
interference (RNAi) in the nematode Caenorhabditis elegans
[1], and it is now clear that double-stranded RNA
(dsRNA)-mediated gene silencing is a conserved mechanism
in many eukaryotes [2,3] (Box 1, Figure 1). Since its
initial description the technique has become a valuable tool
for functional genomics in insects, particularly in studying
gene function in the model insect Drosophila melanogaster
[4–6]. The preferred delivery methodology in the majority
of insect studies has been microinjection of nanogram
amounts of long dsRNA, synthesized in vitro, into the
insect haemoceol [7]. This method of delivery contrasts
with the situation in C. elegans, where RNAi effects can be
produced by feeding bacteria expressing dsRNA [8,9], or
even by soaking nematodes in dsRNA solution [10]. Microinjection
of dsRNA in insects was considered to be necessary
to produce RNAi effects because the complete genome
sequence for D. melanogaster (and, subsequently, for other
insects) has shown that they lack genes encoding RNAdependent
RNA polymerase (RdRP). RdRP is the enzyme
necessary for the siRNA amplification step that leads to
persistent and systemic RNAi effects [11]. The RdRP function
is defined by a characteristic domain, designated
PF05183 in the PFAM database (http://pfam.sanger.ac.
uk), that has been identified in gene products of eukaryotic
microorganisms, fungi, plants, nematodes and a
primitive vertebrate (Branchiostoma floridae – a cephalochordate)
but not in insects, molluscs or other vertebrates.
The absence of RdRP in insects predicts that any effects of
RNAi will be limited to cells that have taken up dsRNA
and will require continuous input of dsRNA to persist.
Injection of dsRNA into the body cavity, where it can
circulate through the haemolymph, allows short-term
effects on gene expression in most cells to be assessed.
The possibility of using RNAi effects to protect plants
against insects by downregulating essential gene functions
in the herbivore, thus resulting in its death, has been
recognized for many years, but the method was considered
unfeasible. The absence of dsRNA amplification implies
that gene-knockdown effects produced by feeding RNAi to
insects would be limited. Effects would only be expected in
cells exposed to the nucleic acid; these cells would be those
of the midgut and associated structures because these are
the only regions of the insect not covered by the chitin
exoskeleton (Box 2). Degradation of dsRNA in the gut
would require continuous administration of high levels
of dsRNA; production of sufficient dsRNA in a transgenic
plant and its delivery in a sufficiently undegraded state to
the insect would provide another significant technical
problem, if a role in defence against insect pests was
required. However, recent results have shown that many
of these preconceptions were unduly pessimistic and that
viable levels of insect resistance can be achieved by producing
dsRNAs in plants [12,13].

ผลลัพธ์ (ไทย) 1:

ทศวรรษที่ผ่านนับตั้งแต่การค้นพบของอาร์เอ็นเอเริ่มต้นสัญญาณรบกวน (RNAi) ในนีมาโทดา Caenorhabditis elegans[1], และตอนนี้ ล้างที่อาร์เอ็นเอควั่นคู่(dsRNA) -mediated ยีน silencing เป็นกลไกนำในหลาย eukaryotes [2,3] (กล่อง 1 รูปที่ 1) เนื่องจากการเริ่มต้นอธิบายเทคนิคได้กลายเป็น เครื่องมือที่มีคุณค่าสำหรับหน้าที่ genomics ในแมลง โดยเฉพาะอย่างยิ่งในการศึกษาฟังก์ชันยีนในแมลงวันทองแมลงรุ่น[4-6] วิธีการจัดส่งที่ต้องการส่วนใหญ่ศึกษาแมลงได้ microinjection nanogramจำนวน dsRNA ยาว สังเคราะห์ในเครื่อง ในการแมลง haemoceol [7] วิธีการจัดส่งแตกต่างนี้กับสถานการณ์ใน C. elegans ซึ่งเป็นลักษณะพิเศษของ RNAiผลิต โดยแบคทีเรียที่แสดง dsRNA [8,9], ให้อาหาร หรือโดยชม nematodes dsRNA โซลูชัน [10] Microinjectionของ dsRNA ในแมลงถูกถือว่ามีความจำเป็นการ RNAi ผลเพราะกลุ่มสมบูรณ์ลำดับ สำหรับวันทอง D. (และ ต่อมา อื่น ๆแมลง) ได้แสดงให้เห็นว่า พวกเขาขาดยีนเข้ารหัส RNAdependentอาร์เอ็นเอพอลิเมอเรส (RdRP) RdRP เป็นเอนไซม์จำเป็นสำหรับขั้นตอนการขยาย siRNA ที่นำไปสู่แบบ และระบบ RNAi ผลกระทบ [11] ฟังก์ชัน RdRPกำหนด โดยโดเมนลักษณะ กำหนดPF05183 ในฐานข้อมูล PFAM (http://pfam.sanger.acสหราชอาณาจักร), ที่มีการระบุในผลิตภัณฑ์ยีนของ eukaryoticจุลินทรีย์ เชื้อรา พืช nematodes และสัตว์มีกระดูกสันหลังดั้งเดิม (Branchiostoma floridae-cephalochordate การ)แต่ ในแมลง มอลลัสกา หรือ vertebrates อื่น ๆ ไม่การขาดงานของ RdRP ในแมลงทำนายผลกระทบใด ๆRNAi จะถูกจำกัดไปยังเซลล์ที่มีค่า dsRNAและจะต้องป้อนอย่างต่อเนื่องของ dsRNA มานะฉีด dsRNA เข้าไปในโพรงเนื้อ ซึ่งสามารถไหลเวียนผ่าน haemolymph ช่วยให้ระยะสั้นยีนในเซลล์ส่วนใหญ่จะประเมินผลใช้ลักษณะพิเศษของ RNAi เพื่อป้องกันพืชกับแมลงโดยฟังก์ชันจำเป็นยีน downregulatingใน herbivore จึง เกิดในของตาย ได้รับรู้หลายปี แต่ถือเป็นวิธีการไม่น่าเป็น หมายถึงการขาดงานของ dsRNA ขยายผล knockdown ยีนนั้นผลิต โดย RNAi เพื่อให้อาหารแมลงจะถูกจำกัด ผลจะเท่านั้นคาดว่าในเซลล์ที่สัมผัสกับกรดนิวคลีอิก เซลล์เหล่านี้จะเป็นผู้ของ midgut การ และเชื่อมโยงโครงสร้างเนื่องจากมีพื้นที่เฉพาะของแมลงไม่ครอบคลุม โดยไคทินโครงกระดูกภายนอก (2 กล่อง) ของ dsRNA ในลำไส้จะต้องมีการบริหารระดับสูงอย่างต่อเนื่องของ dsRNA ผลิต dsRNA พอเป็นถั่วเหลืองโรงงานและการจัดส่งของใน undegraded พอไปแมลงจะมีเทคนิคที่สำคัญอีกปัญหา ถ้ามีบทบาทในการป้องกันจากแมลงศัตรูพืชต้องระบุ อย่างไรก็ตาม ผลลัพธ์ล่าสุดได้แสดงที่หลายpreconceptions เหล่านี้มีในเชิงลบ unduly และที่ต้านทานแมลงได้ระดับสามารถทำได้ โดยการผลิตdsRNAs ในพืช [12,13]

ผลลัพธ์ (ไทย) 2:

ทศวรรษที่ผ่านมาตั้งแต่การค้นพบครั้งแรกของอาร์เอ็นเอรบกวน (RNAi) ในไส้เดือนฝอย Caenorhabditis elegans [1] และตอนนี้มันเป็นที่ชัดเจนว่าอาร์เอ็นเอเกลียวคู่(dsRNA) สมรยีน -mediated เป็นกลไกอนุรักษ์ในยูคาริโอจำนวนมาก[2, 3] (กล่องที่ 1 รูปที่ 1) ตั้งแต่คำอธิบายเริ่มต้นเทคนิคได้กลายเป็นเครื่องมือที่มีคุณค่าสำหรับฟังก์ชั่นการทำงานในแมลงโดยเฉพาะอย่างยิ่งในการศึกษาหน้าที่ของยีนในรูปแบบของแมลงหวี่melanogaster [4-6] วิธีการจัดส่งที่ต้องการในส่วนใหญ่ของการศึกษาแมลงที่ได้รับ microinjection ของนาโนกรัมจำนวนยาว dsRNA, สังเคราะห์ในหลอดทดลองลงใน haemoceol แมลง [7] วิธีการส่งมอบนี้แตกต่างกับสถานการณ์ใน elegans ซีที่ผลกระทบ RNAi สามารถผลิตโดยการให้อาหารแบคทีเรียแสดงdsRNA [8,9] หรือแม้กระทั่งไส้เดือนฝอยโดยการแช่ในสารละลายdsRNA [10] Microinjection ของ dsRNA แมลงถูกพิจารณาว่ามีความจำเป็นที่จะก่อให้เกิดผลRNAi เพราะจีโนมที่สมบูรณ์ลำดับสำหรับD. melanogaster (และต่อมาอื่น ๆแมลง) ได้แสดงให้เห็นว่าพวกเขาขาดยีน RNAdependent โพลิเมอร์อาร์เอ็นเอ (RdRP) RdRP เป็นเอนไซม์ที่จำเป็นสำหรับขั้นตอนการขยายsiRNA ที่นำไปสู่ผลกระทบRNAi ถาวรและระบบ [11] ฟังก์ชั่น RdRP ถูกกำหนดโดยโดเมนลักษณะที่กำหนดPF05183 ในฐานข้อมูล Pfam (http://pfam.sanger.ac. uk) ที่ได้รับการระบุในผลิตภัณฑ์ยีน eukaryotic จุลินทรีย์เชื้อราพืชไส้เดือนฝอยและเลี้ยงลูกด้วยนมดั้งเดิม(Branchiostoma floridae - ทาง cephalochordate) แต่ไม่ได้อยู่ในแมลงหอยหรือสัตว์มีกระดูกสันหลังอื่น ๆ . กรณีที่ไม่มี RdRP แมลงคาดการณ์ว่าผลกระทบใด ๆ ของRNAi จะถูก จำกัด ให้เซลล์ที่เกิดขึ้น dsRNA และจะต้องมีการป้อนข้อมูลอย่างต่อเนื่องของ dsRNA ยังคงมีอยู่. ฉีด ของ dsRNA เข้าไปในโพรงร่างกายที่จะสามารถไหลเวียนผ่านเลือดช่วยให้ระยะสั้นผลกระทบต่อการแสดงออกของยีนในเซลล์มากที่สุดที่จะได้รับการประเมิน. ความเป็นไปได้ของการใช้ผลกระทบ RNAi เพื่อปกป้องพืชกับแมลงโดยdownregulating ฟังก์ชั่นของยีนที่สำคัญในมังสวิรัติที่จึงทำให้เกิดการตายของตนได้รับการยอมรับมานานหลายปีแต่วิธีการที่ได้รับการพิจารณาทำไม่ได้ กรณีที่ไม่มีการขยาย dsRNA ที่มีความหมายว่าผลกระทบยีนล้มลงโดยการให้อาหารที่ผลิตเพื่อRNAi แมลงจะถูก จำกัด ผลจะคาดหวังในเซลล์สัมผัสกับกรดนิวคลีอิก; เซลล์เหล่านี้จะเป็นผู้ที่อยู่ในกระเพาะและโครงสร้างที่เกี่ยวข้องเพราะเหล่านี้เป็นภูมิภาคเดียวของแมลงที่ไม่ครอบคลุมโดยไคตินรพ(2 กล่อง) การย่อยสลายของ dsRNA ในลำไส้จะต้องมีการบริหารงานอย่างต่อเนื่องในระดับสูงของdsRNA; การผลิตเพียงพอ dsRNA ในพันธุ์พืชและการส่งมอบในรัฐundegraded พอที่จะแมลงจะให้ทางเทคนิคอื่นอย่างมีนัยสำคัญปัญหาถ้ามีบทบาทในการป้องกันแมลงศัตรูพืชถูกต้อง อย่างไรก็ตามผลที่ผ่านมาได้แสดงให้เห็นว่าจำนวนมากของอคติเหล่านี้เกินควรในแง่ร้ายและระดับที่มีศักยภาพของความต้านทานแมลงสามารถทำได้โดยการผลิตdsRNAs ในพืช [12,13]

ผลลัพธ์ (ไทย) 3:

ทศวรรษที่ผ่านตั้งแต่การค้นพบครั้งแรกของการแทรกแซงอาร์เอ็นเอ
( หาในหนอนตัวกลม C ³
[ 1 ] และมันคือตอนนี้ชัดเจนว่าคู่ตีเกลียว RNA ( dsRNA )
- โดยยีนไซเลนซิง คือ ศึกษากลไก
ในหลายยูแคริโอต [ 2 ] ( ช่องที่ 1 รูปที่ 1 ) เนื่องจากคำอธิบายของ
เริ่มต้นเทคนิคได้กลายเป็นเครื่องมือที่มีคุณค่าสำหรับการทำงานในแมลงไร

โดยเฉพาะในการศึกษาหน้าที่ของยีนในรูปแบบแมลงแมลงวันทอง
[ 4 – 6 ) วิธีการจัดส่งที่ต้องการในส่วนใหญ่
แมลงศึกษาได้รับไมโครอินเจคชันของดาลตัน
จํานวนยาว dsRNA สังเคราะห์ ในสภาพปลอดเชื้อ เป็นแมลง haemoceol
[ 7 ] วิธีการจัดส่งนี้แตกต่าง
กับสถานการณ์ในซีถิ่นที่หาผลสามารถผลิตโดยแบคทีเรียการแสดงให้อาหาร
[ ]
8,9 dsRNA หรือแม้แต่ไส้เดือนฝอยโดยแช่ในสารละลาย dsRNA [ 10 ] ไมโครอินเจคชัน
ของ dsRNA ในแมลงก็ถือว่าจำเป็น
ผลิตผลเพราะหาลำดับจีโนมที่สมบูรณ์แบบสำหรับ D .
( และต่อมาสำหรับแมลงอื่นๆ
) ก็แสดงว่าพวกเขาขาดยีน rnadependent
อาร์เอ็นเอพอลิเมอเรส ( rdrp การเข้ารหัส ) rdrp เป็นเอนไซม์ที่จำเป็นสำหรับการเพิ่มขั้นตอนของบริษัท

ที่นำไปสู่ถาวรและระบบหาผล [ 11 ] ฟังก์ชัน rdrp
ถูกกำหนดโดยโดเมนลักษณะเขต
pf05183 ใน pfam ฐานข้อมูล ( http : / / pfam . แซงเกอร์ . .
UK ) ที่ได้ระบุไว้ในยีนของยูคาริโอติก
ผลิตภัณฑ์จุลินทรีย์ เชื้อรา พืช ไส้เดือนฝอย และแบบดั้งเดิมของสัตว์มีกระดูกสันหลัง ( branchiostoma floridae
3
cephalochordate ) แต่ไม่ ในแมลง หอย หรือสัตว์อื่น ๆ .
ไม่มี rdrp ในแมลง คาดการณ์ว่าผลของ
หาใดจะถูกจำกัดไปยังเซลล์ที่ใช้ dsRNA
และจะต้องป้อนข้อมูลอย่างต่อเนื่องของ dsRNA ที่ยังคงมีอยู่ .
ฉีด dsRNA เข้าสู่ร่างกายโพรงที่สามารถแพร่กระจายผ่านทางเลือด

ช่วยผลกระทบระยะสั้นต่อการแสดงออกของยีนในเซลล์ส่วนใหญ่เป็น ประเมินความเป็นไปได้ของการใช้ RNAi

ผลเพื่อป้องกันพืชกับแมลง โดย downregulating สรุปหน้าที่ยีน
ในมังสวิรัติ จึงส่งผลให้ตายได้
รู้จักมานานหลายปี แต่วิธีการถือว่า
มีมาก่อนหรอกนะ การเพิ่มจำนวนยีนที่น็อค dsRNA บาง


ผลที่ผลิตโดยการให้หาแมลงจะถูก จำกัด ผลจะเป็นไปตาม
เซลล์สัมผัสกับกรดนิวคลีอิก ;เซลล์เหล่านี้จะเป็นผู้ที่มีประสิทธิภาพและเหมาะสมและโครงสร้างที่เกี่ยวข้อง

เพราะเหล่านี้เป็นภูมิภาคเดียวของแมลงที่ไม่ครอบคลุมโดยไคติน
หมดเวลา ( 2 กล่อง ) การย่อยสลายของ dsRNA ในท้อง
จะต้องมีการบริหารอย่างต่อเนื่องของระดับ
ของ dsRNA สูง ; การผลิต dsRNA ที่เพียงพอในการดัดแปรพันธุกรรมพืชและจัดส่ง


undegraded อย่างเพียงพอในรัฐแมลงจะเป็นอีกหนึ่งปัญหาสำคัญทางเทคนิค
หากมีบทบาทในการป้องกันต่อแมลงศัตรูพืชคือ
ที่จําเป็น อย่างไรก็ตาม ผลการวิจัยล่าสุดได้แสดงให้เห็นว่าหลาย
ของ preconceptions เหล่านี้จนเกินไปในแง่ร้ายและ
ได้ระดับของความต้านทานแมลงสามารถทำได้โดยการผลิต
dsrnas ในพืช [ 12 , 13 ‘ ]