2.6. Determination of meat quality

2.6. Determination of meat quality traits
Both the pre- and post-rigor pH of the meat was determined by the
indirect method using a portable pH meter (Mettler Toledo, AG 8603,
Switzerland). The samples were removed from −80 °C storage and
manually pulverized in liquid nitrogen. Approximately 0.5 g of each
crushed muscle sample was homogenized (Wiggen Hauser® D-500,
Germany) for 30 s in 10 ml ice cold deionized water in the presence
of 5 mM sodium iodoacetate (Merck Schuchardt OHG, Germany) to
prevent further glycolysis. The pH of the resultant homogenates was
measured using the electrode attached to the pH meter.
The meat color determination was conducted by a Color Flex
spectrophotometer (Hunter Lab Reston, VA, USA) using International
Commission on Illumination (CIE) Lab-values (also known as L*, a*,
b*) with D56 illuminant and 10° standard observer, tristimulus values
(X,Y,Z) and reflectance at a specific wavelength (400–700 nm) to
express the meat color data. The device was calibrated against black
and white reference tiles prior to use. The frozen muscle samples of
approximately 10 mm of thickness (AMSA, 2012) from days 0, 1 and 7
were transferred from−80 °C freezer into a 4 °C chiller and stored overnight.
The thawed sampleswere unpacked and bloomed for 30min, and
were placed with the bloomed surface in contact with the base of the
Color Flex cup. For each sample, a total of three readings (the cup rotates
90° in the second and third readings) of L*, a* and b* valueswere recorded
and then averaged (Hunt, 1980).
The water holding capacity (WHC) of the meat was determined in
terms of drip loss and cooking loss according to the methods described
by Honikel (1998). For drip loss, fresh meat samples dissected from the
Biceps femoris (BF) muscle from the left hind limbs were individually
weighed (approximately 20 g) and recorded as initial weight (W1).
The weighed samples were placed into polyethylene plastic bags, properly
labeled, vacuum packaged and stored in a 4 °C for 7 d. After the 7 d
storage, the samples were removed from the bags, gently blotted dry
using paper towels,weighed and recorded asW2. The drip losswas calculated
and expressed as the percentage of differences of sample initial
weight and sample weight after 7 d storage divided by sample initial
weight (% drip loss = [(W1 − W2) ÷ W1] × 100) (Honikel, 1998).
The samples that were used for color determination were collected
and used for determining cooking losses. After color determination,
the samples were individually weighed and recorded as initial weight
(W1), placed in water-impermeable polyethylene plastic bags and vacuumpacked.
The samples were then cooked in a pre heated water bath
set at 80 °C. When the internal temperature of the samples reached
78 °C asmonitored using a stabbing temperature probe (HI 145-00 thermometer,
HANNA® instruments, USA) inserted into the geometric center
of the sample, the cooking was continued for another 10 min. The
cooked samples were then removed from the water bath, equilibrated
to room temperature, removed from the bag, blotted dry using paper
towels without squeezing, and reweighed (W2). The cooking loss percentage
was calculated using the following equation:
Cooking lossð%Þ ¼ ½ðW1−W2Þ W1  100
(Honikel, 1998).
The samples used for cooking loss determinationwere collected and
used for determining tenderness of the rabbitmeat. The textural assessment
was conducted using the TA.HD plus® texture analyzer (Stable
Micro System, Surrey, UK) equipped with a Volodkevitch bite set. The
equipment was calibrated at 5 kg for weight, 10 mm return distance
for height and the blade speed was set at 10 mm/s. Sample preparation
was conducted following the procedure previously described by Sazili
et al. (2005). From each sample, at least 3 replicate blocks (1 cm ×
1 cm × 2 cm) were cut as parallel to the direction of the muscle fibers
as possible and each blockwas sheared in the center and perpendicular
to the longitudinal direction of the fibers. Shear force values were
reported as the average peak positive force of all blocks value of each individual
sample.
2.7. Determination of glycogen content
Glycogen content of the LLmuscles was determined using Glycogen
Assay kit # K646-100 (Bio Vision, USA) following the manufacturer's
instructions for the colorimetric assay.
2.8. Myofibril fragmentation index measurement
MFI was measured according to the turbidity method of Hopkins,
Littlefield, and Thompson (2000)with some modifications. In duplicate,
2.5 g of pulverized muscle samples was mixed with 30 ml cold buffer
(100 mM KCl, 20 mM potassium phosphate, 1 mM EDTA, 1 mM
MgCl2, pH 7.0 at 4 °C) and homogenized on ice using an Ultra-Turrax
T5FU (IKA-Labrortechnik Staufen, Germany) for 60 s. The homogenate
was centrifuged at 1000 g, 2 °C for 15min using an Avanti®J-26XPI centrifuge
(BECKMAN COULTER®, USA). The supernatant was discarded
with the pellet re-suspended in 25 ml buffer following which, the centrifugation
was repeated. The resulted supernatant was discarded and
the pellet suspended in 15 ml of buffer, followed by vortexing. The myofibril
suspensionswere then filtered into 50ml centrifuge tubes through
1.0 mm polyethylene strainers to remove any remaining connective
tissue. The total protein concentration of the final suspensionwas determined
using the Bio-Rad Protein Assay Kit II 500-0002 from Bio-Rad
(USA) following themicroplate protocol for colorimetric analytical procedure,
with Bovine Serum Albumin used for the standard curve and
absorbance was measured at 595 nm using a RAyto RT-2100C microplate
reader (Rayto, China). In triplicate, aliquots of myofibril suspensions
were diluted in the buffer to a final protein concentration of
0.5 ± 0.05 mg/ml, vortexed and poured into cuvettes. Absorbance was
immediately measured at 540 nm with a spectronic®20 GENESYS™
spectrophotometer (Spectronic instruments, USA). Themean of the triplicate
absorbance readings was multiplied by 150 to obtain the MFI
(Hopkins et al., 2000).
2.9. Data analysis
The experiment was of a completely randomized design. Data analysis
was performed using the GLM procedure of Statistical Analysis
System package (SAS) Version 9.1.3 software (Statistical Analysis
System, SAS Institute Inc., Cary, NC, USA) and statistical significance
was set at P b 0.05. A Duncan multiple range test was used to test the
significance of variance between the means of the studied parameters.

ผลลัพธ์ (ไทย) 1:

2.6 การกำหนดลักษณะคุณภาพเนื้อทั้งก่อน และหลัง rigor pH ของเนื้อได้ตามวิธีการทางอ้อมโดยใช้เครื่องวัดค่า pH แบบพกพา (Mettler Toledo, AG 8603สวิตเซอร์แลนด์) ตัวอย่างถูกเอาออกจากเก็บ −80 ° C และด้วยตนเองคลุกในไนโตรเจนเหลว ประมาณ 0.5 g ของแต่ละตัวอย่างกล้ามเนื้อบดถูก homogenized เป็นกลุ่ม (Wiggen ซังท์® D-500เยอรมนี) 30 s 10 ml แช่น้ำแข็งเย็น deionized น้ำในสถานะของ 5 mM iodoacetate การโซเดียม (OHG เมอร์ค Schuchardt เยอรมนี) เพื่อป้องกัน glycolysis PH homogenates ผลแก่ได้วัดโดยใช้อิเล็กโทรดกับตัววัดค่า pHวิธีการกำหนดสีเนื้อ ด้วยสี Flexเครื่องทดสอบกรดด่าง (ล่าปฏิบัติ Reston, VA สหรัฐอเมริกา) ใช้อินเตอร์เนชั่นแนลนายรัศมี (CIE) ห้องปฏิบัติการค่า (เรียกอีกอย่างว่า L * การ *,b *) หลอดไฟ D56 และ 10 °มาตรฐานนักการ tristimulus ค่า(X, Y, Z) และแบบสะท้อนแสงที่ความยาวคลื่นเฉพาะ (400-700 nm) การแสดงข้อมูลสีเนื้อ อุปกรณ์ถูกปรับเทียบกับสีดำและอ้างอิงสีขาวกระเบื้องก่อนใช้ ตัวอย่างกล้ามเนื้อแช่แข็งของประมาณ 10 มม.ความหนา (AMSA, 2012) จาก 0, 1 และ 7มีตู้แช่° C from−80 โอนย้ายเข้าเย็น 4 ° C และเก็บค้างคืนThawed sampleswere แยก และบัวบานใน 30 นาที และขึ้นอยู่กับผิวบัวบานกับฐานของการถ้วยสียืดหยุ่น สำหรับแต่ละอย่าง จำนวนสามอ่าน (ถ้วยหมุน90 องศาในอ่านสอง และสาม) ของ L * การ * และ b * บันทึก valueswereแล้ว averaged (ล่า 1980)กำหนดน้ำถือกำลัง (WHC) ของเนื้อในเงื่อนไขของหยดน้ำสูญเสียและสูญเสียอาหารตามวิธีอธิบายไว้โดย Honikel (1998) สำหรับหยดร่วง ตัวอย่างเนื้อสด dissected จากการกล้ามเนื้อ biceps ชั้นลึก (เอฟ) จากเดนไฮนด์แขนขาซ้ายถูกแยกน้ำหนัก (ประมาณ 20 กรัม) และบันทึกเป็นน้ำหนักเริ่มต้น (W1)ตัวอย่างชั่งน้ำหนักถูกวางลงในถุงพลาสติกพลาสติก อย่างถูกต้องป้าย สุญญากาศบรรจุ และเก็บไว้ใน 4 ° C สำหรับ 7 d หลัง 7 dเก็บ ตัวอย่างออกจากกระเป๋า แห้งเบา ๆ blottedใช้ผ้าขนหนูกระดาษ ชั่งน้ำหนัก และบันทึก asW2 Losswas หยดน้ำคำนวณและแสดงเป็นเปอร์เซ็นต์ของความแตกต่างของตัวอย่างแรกน้ำหนักและน้ำหนักตัวอย่างหลังจากเก็บ 7 d หารตัวอย่างเริ่มต้นน้ำหนัก (%หยดขาดทุน = [(W1 − W2)/นัก เรียน W1] × 100) (Honikel, 1998)มีการเก็บรวบรวมตัวอย่างที่ใช้สำหรับกำหนดสีและใช้ในการกำหนดความสูญเสียอาหาร หลังจากกำหนดสีตัวอย่างแต่ละชั่งน้ำหนัก และบันทึกเป็นน้ำหนักเริ่มต้น(W1), วางไว้ในถุงพลาสติกพลาสติกผ่านของน้ำและ vacuumpackedตัวอย่างที่สุกแล้วในน้ำน้ำอุ่นก่อน80 องศาเซลเซียส เมื่อถึงอุณหภูมิภายในของตัวอย่างAsmonitored 78 ° C โดยใช้โพรบอุณหภูมิ stabbing (HI 145 00 ปรอทเครื่องมือ HANNA ® USA) ใส่เข้าไปในจุดศูนย์กลางของตัวอย่าง ปรุงอาหารได้อย่างต่อเนื่องในอีก 10 นาทีจะตัวอย่างสุกแล้วออกจากห้องน้ำ equilibratedอุณหภูมิห้อง เอาออกจากถุง blotted แห้งโดยใช้กระดาษผ้าขนหนู โดย squeezing, reweighed (W2) เปอร์เซ็นต์การสูญเสียอาหารมีคำนวณโดยใช้สมการต่อไปนี้:อาหาร lossð %Þ¼ ½ðW1−W2Þ W1 100(Honikel, 1998)ตัวอย่างที่ใช้ทำอาหาร determinationwere ขาดทุนที่รวบรวม และใช้สำหรับกำหนดเจ็บของ rabbitmeat การประเมิน texturalได้ดำเนินการใช้ TAHD บวก ® วิเคราะห์พื้นผิว (คอกระบบ micro เซอร์เรย์ อังกฤษ) พร้อมชุด Volodkevitch กัด ที่มีการปรับเทียบอุปกรณ์ที่ 5 กิโลกรัมสำหรับน้ำหนัก ระยะส่งคืน 10 มม.ความสูงและใบมีด ความเร็วถูกกำหนดที่มม. 10 s. เตรียมตัวอย่างได้ดำเนินการตามขั้นตอนที่อธิบายไว้ก่อนหน้านี้ โดย Sazilial. ร้อยเอ็ด (2005) จากตัวอย่างแต่ละ น้อย 3 ทำบล็อก (× 1 ซม.1 cm × 2 cm) ถูกตัดเป็นคู่ขนานกับทิศทางของเส้นใยกล้ามเนื้อเป็นไปได้และ blockwas แต่ละตัดในศูนย์และเส้นตั้งฉากทิศทางระยะยาวของเส้นใย มีค่าแรงเฉือนรายงานกองทัพสูงสุดเฉลี่ยบวกค่าบล็อกทั้งหมดของแต่ละบุคคลตัวอย่างการ2.7 การกำหนดเนื้อหาของไกลโคเจนเนื้อหายังของ LLmuscles ถูกกำหนดโดยใช้ไกลโคเจนAssay ชุด# K646-100 (ไบโอวิชั่น สหรัฐอเมริกา) ของผู้ผลิตต่อไปนี้คำแนะนำวิเคราะห์เทียบเคียง2.8 myofibril การกระจายตัวของดัชนีวัดMFI ถูกวัดตามวิธีการความขุ่นของฮ็อปกินส์Littlefield และทอมป์สัน (2000) มีการปรับเปลี่ยนบางอย่าง สำเนา2.5 g ตัวอย่างกล้ามเนื้อคลุกถูกผสมกับบัฟเฟอร์เย็น 30 มล.(100 mM KCl ฟอสเฟตโพแทสเซียม 20 mM, 1 mM EDTA, 1 mMMgCl2 ค่า pH 7.0 ที่ 4 ° C) และ homogenized เป็นกลุ่มบนน้ำแข็งที่ใช้เป็นอัลตร้า TurraxT5FU (IKA-Labrortechnik Staufen เยอรมนี) 60 s Homogenateถูก centrifuged ที่ 1000 g, 2 ° C สำหรับ 15 นาทีใช้เครื่องหมุนเหวี่ยงเรียนโรส® J-26XPI(BECKMAN COULTER ® สหรัฐอเมริกา) Supernatant ถูกละทิ้งมีเม็ดใหม่ชั่วคราวในบัฟเฟอร์ 25 ml ที่ centrifugation ที่ไม่ซ้ำกัน Resulted supernatant ถูกยกเลิก และเม็ดที่ถูกระงับใน 15 ml ของบัฟเฟอร์ ตาม vortexing ใน myofibrilsuspensionswere กรองแล้ว เป็น 50ml ผ่านท่อเครื่องหมุนเหวี่ยงมม. 1.0 strainers พลาสติกเอาเกี่ยวพันใด ๆ ที่เหลือเนื้อเยื่อ ความเข้มข้นของโปรตีนทั้งหมดของ suspensionwas สุดท้ายที่กำหนดใช้ราษฎร์ไบโอโปรตีน Assay Kit II 500-0002 จาก Bio Rad(สหรัฐอเมริกา) ต่อโพรโทคอล themicroplate ในขั้นตอนวิเคราะห์เทียบเคียงมีวัว Serum Albumin ใช้สำหรับเส้นโค้งมาตรฐาน และมีวัด absorbance ที่ 595 nm ใช้ microplate RAyto RT - 2100Cอ่าน (Rayto จีน) ใน triplicate, aliquots ของฟโร myofibrilถูกผสมในบัฟเฟอร์จะเข้มข้นสุดท้ายโปรตีนของ0.5 ± 0.05 mg/ml, vortexed และ poured เป็น cuvettes Absorbance มีวัดทันทีที่ 540 nm กับแบบ spectronic ® 20 GENESYS ™เครื่องทดสอบกรดด่าง (เครื่อง Spectronic สหรัฐอเมริกา) Themean ของ triplicateอ่าน absorbance ถูกคูณ ด้วย 150 รับ MFI(ฮ็อปกินส์และ al., 2000)2.9 วิเคราะห์ข้อมูลทดลองออกแบบ randomized อย่างสมบูรณ์ได้ การวิเคราะห์ข้อมูลทำใช้ GLM ขั้นตอนของการวิเคราะห์ทางสถิติแพคเกจระบบซอฟต์แวร์ (SAS) เวอร์ชัน 9.1.3 (วิเคราะห์ทางสถิติระบบ SAS สถาบัน Inc. แครีแกรนต์ NC, USA) และนัยสำคัญทางสถิติที่ตั้งที่ P b 0.05 ดันแคนหลายช่วงทดสอบใช้การทดสอบความสำคัญของผลต่างระหว่างหมายถึงพารามิเตอร์ studied

ผลลัพธ์ (ไทย) 2:

2.6 การกำหนดลักษณะเนื้อคุณภาพ
ทั้งก่อนและพีเอชโพสต์ความรุนแรงของเนื้อถูกกำหนดโดย
วิธีการทางอ้อมโดยใช้เครื่องวัดค่า pH แบบพกพา (Mettler Toledo, AG 8603,
วิตเซอร์แลนด์) ตัวอย่างที่ถูกถอดออกจากการจัดเก็บ -80 ° C และ
แหลกลาญด้วยตนเองในไนโตรเจนเหลว ประมาณ 0.5 กรัมของแต่ละ
ตัวอย่างกล้ามเนื้อบดทำให้เป็นเนื้อเดียวกัน (Wiggen Hauser® D-500,
เยอรมนี) 30 ใน 10 มิลลิลิตรน้ำแข็ง deionized น้ำเย็นในการปรากฏตัว
ของโซเดียม 5 มิลลิ iodoacetate (เมอร์ค Schuchardt OHG, เยอรมนี) เพื่อ
ป้องกันไม่ให้ glycolysis เพิ่มเติม ค่าพีเอชของ homogenates ผลที่ได้รับการ
วัดโดยใช้อิเล็กโทรดที่แนบมากับเครื่องวัดค่าพีเอช.
มุ่งมั่นสีเนื้อได้ดำเนินการโดย Flex สี
Spectrophotometer (Hunter Lab เรสตัน, VA, USA) โดยใช้นานาชาติ
ในคณะกรรมการการส่องสว่าง (CIE) ค่า Lab (ยัง ที่รู้จักกันเป็น L *, a *,
b *) ที่มีแหล่งกำเนิดแสง D56 และ 10 °สังเกตการณ์มาตรฐานค่า tristimulus
(X, Y, Z) และการสะท้อนที่ความยาวคลื่นเฉพาะ (400-700 นาโนเมตร) ที่จะ
แสดงข้อมูลที่มีสีเนื้อ อุปกรณ์ได้รับการสอบเทียบกับสีดำ
กระเบื้องอ้างอิงและสีขาวก่อนที่จะใช้ ตัวอย่างกล้ามเนื้อแช่แข็งของ
ประมาณ 10 มมความหนา (AMSA, 2012) จากวันที่ 0, 1 และ 7
ถูกย้ายจาก-80 ° C เป็นช่องแช่แข็ง 4 ° C เครื่องทำความเย็นและเก็บไว้ในชั่วข้ามคืน.
ละลายแตก sampleswere และดอกสำหรับ 30 นาทีและ
ถูกวางไว้กับพื้นผิวดอกในการติดต่อกับฐานของ
ถ้วย Flex สี สำหรับตัวอย่างแต่ละทั้งหมดสามการอ่าน (ถ้วยหมุน
90 องศาในการอ่านที่สองและสาม) ของ L *, a * ​​และ b * valueswere บันทึก
แล้วเฉลี่ย (ฮันท์, 1980).
ความจุน้ำที่ถือครอง (WHC) ของ เนื้อสัตว์ที่ถูกกำหนดไว้ใน
แง่ของการสูญเสียน้ำหยดและการสูญเสียการทำอาหารตามวิธีการที่อธิบายไว้
โดย Honikel (1998) สำหรับการสูญเสียน้ำหยดตัวอย่างเนื้อสดชำแหละจาก
ลูกหนู femoris (BF) จากกล้ามเนื้อขาหลังซ้ายถูกบุคคล
ชั่งน้ำหนัก (ประมาณ 20 กรัม) และบันทึกเป็นน้ำหนักเริ่มต้น (W1).
ตัวอย่างชั่งน้ำหนักที่ถูกวางลงในถุงพลาสติกพลาสติกอย่างถูกต้อง
ติดป้าย สูญญากาศบรรจุและเก็บไว้ใน 4 ° C เป็นเวลา 7 วัน หลังจาก D 7
การจัดเก็บตัวอย่างที่ถูกถอดออกจากกระเป๋าเบา ๆ เปื้อนแห้ง
โดยใช้ผ้าขนหนูกระดาษชั่งน้ำหนักและบันทึก asW2 losswas หยดคำนวณ
และแสดงเป็นร้อยละของความแตกต่างของการเริ่มต้นตัวอย่าง
น้ำหนักและน้ำหนักตัวอย่างหลังจาก 7 วันการเก็บรักษาโดยแบ่งกลุ่มตัวอย่างเริ่มต้น
น้ำหนัก (% การสูญเสียน้ำหยด = [(W1 - W2) ÷ W1] × 100) (Honikel, 1998)
ตัวอย่างที่ถูกนำมาใช้สำหรับการกำหนดสีที่ถูกเก็บรวบรวม
และใช้สำหรับการตรวจสอบการสูญเสียการปรุงอาหาร หลังจากที่ความมุ่งมั่นสี
ตัวอย่างถูกชั่งน้ำหนักบุคคลและบันทึกเป็นน้ำหนักเริ่มต้น
(W1) ครั้งที่วางไว้ในถุงพลาสติก polyethylene ที่น้ำผ่านไม่ได้และ vacuumpacked.
ตัวอย่างที่ถูกปรุงสุกแล้วในอ่างน้ำอุ่นก่อน
ตั้งไว้ที่ 80 องศาเซลเซียส เมื่ออุณหภูมิภายในของกลุ่มตัวอย่างถึง
78 ° C asmonitored โดยใช้หัววัดอุณหภูมิแทง (HI 145-00 วัดอุณหภูมิ,
เครื่องมือHANNA®สหรัฐอเมริกา) ใส่เข้าไปในศูนย์เรขาคณิต
ของกลุ่มตัวอย่างที่ทำอาหารได้อย่างต่อเนื่องไปอีก 10 นาที
ตัวอย่างที่ปรุงสุกแล้วถูกถอดออกจากห้องอาบน้ำน้ำ equilibrated
ที่อุณหภูมิห้องออกจากถุงเปื้อนแห้งใช้กระดาษ
ผ้าขนหนูโดยไม่ต้องบีบและ reweighed (W2) เปอร์เซ็นต์การสูญเสียการปรุงอาหาร
ที่คำนวณได้จากสมการต่อไปนี้:
การปรุงอาหารlossð% Þ¼½ðW1-W1 W2Þ? ? 100
(Honikel, 1998).
กลุ่มตัวอย่างที่ใช้สำหรับการสูญเสียการปรุงอาหาร determinationwere เก็บรวบรวมและ
ใช้สำหรับการกำหนดอ่อนโยนของ rabbitmeat การประเมินเนื้อสัมผัส
ได้รับการดำเนินการโดยใช้การวิเคราะห์ TA.HD Plus®เนื้อ (มีเสถียรภาพ
ระบบ Micro, Surrey, UK) พร้อมกับชุดกัด Volodkevitch
อุปกรณ์ที่ได้รับการสอบเทียบ 5 กิโลกรัมน้ำหนัก 10 มมระยะผลตอบแทน
สำหรับความสูงและความเร็วใบมีดตั้งอยู่ที่ 10 มม / วินาที การเตรียมสารตัวอย่าง
ได้ดำเนินการตามขั้นตอนที่อธิบายไว้ก่อนหน้านี้โดย Sazili
และคณะ (2005) จากตัวอย่างแต่ละอย่างน้อย 3 ซ้ำบล็อก (1 ซม. ×
1 ซม× 2 ซม.) ถูกตัดเป็นขนานไปกับทิศทางของเส้นใยกล้ามเนื้อ
เป็นไปได้และ blockwas แต่ละตัดในศูนย์และตั้งฉาก
กับทิศทางตามยาวของเส้นใย ค่าแรงเฉือนถูก
รายงานเป็นแรงเฉลี่ยสูงสุดในเชิงบวกของทุกค่าบล็อกของแต่ละบุคคล
ตัวอย่าง.
2.7 การวิเคราะห์หาปริมาณไกลโคเจน
เนื้อหาของไกลโคเจน LLmuscles ถูกกำหนดโดยใช้ไกลโคเจน
ชุด Assay # K646-100 (ไบโอวิสัยทัศน์, ประเทศสหรัฐอเมริกา) ของผู้ผลิตต่อไปนี้
คำแนะนำสำหรับการทดสอบสี.
2.8 ดัชนีการกระจายตัว Myofibril วัด
MFI วัดตามวิธีการวัดความขุ่นของฮอปกินส์
Littlefield และ ธ อมป์สัน (2000) ได้มีการปรับเปลี่ยนบางอย่าง ในที่ซ้ำกัน
2.5 กรัมของตัวอย่างกล้ามเนื้อบดผสมกับขนาด 30 มลบัฟเฟอร์เย็น
(100 มิลลิ KCl ฟอสเฟตโพแทสเซียม 20 มิลลิเมตร, 1 มิลลิ EDTA, 1 มิลลิ
MgCl2 ค่า pH 7.0 ที่ 4 ° C) และหดหายบนน้ำแข็งโดยใช้อัลตร้า Turrax
T5FU (IKA-Labrortechnik Staufen, เยอรมนี) เป็นเวลา 60 วินาที homogenate
ถูกหมุนเหวี่ยงที่ 1000 กรัม 2 องศาเซลเซียสเป็นเวลา 15 นาทีโดยใช้ centrifuge Avanti®J-26XPI
(BECKMAN COULTER®สหรัฐอเมริกา) ใสถูกทิ้ง
ด้วยเม็ดระงับอีกครั้งใน 25 มิลลิลิตรต่อไปนี้บัฟเฟอร์ซึ่งการหมุนเหวี่ยง
ซ้ำ ใสผลถูกทิ้งและ
เม็ดที่ลอยอยู่ใน 15 ml ของบัฟเฟอร์ตาม vortexing myofibril
suspensionswere กรองแล้วเป็น 50ml หลอด centrifuge ผ่าน
1.0 มมกรองเอทิลีนที่จะลบเกี่ยวพันใด ๆ ที่เหลือ
เนื้อเยื่อ ความเข้มข้นของโปรตีนทั้งหมดของ suspensionwas สุดท้ายกำหนด
ใช้ Bio-Rad โปรตีนชุดทดสอบครั้งที่สอง 500-0002 จาก Bio-Rad
(USA) ดังต่อไปนี้โปรโตคอล themicroplate สำหรับขั้นตอนการวิเคราะห์สี,
กับ Bovine Serum Albumin ใช้สำหรับเส้นโค้งมาตรฐานและ
การดูดกลืนแสงที่วัด 595 นาโนเมตรโดยใช้ RAyto RT-2100C microplate
ผู้อ่าน (Rayto, จีน) ในเพิ่มขึ้นสามเท่าส่วนลงตัวของสารแขวนลอย myofibril
ถูกเจือจางในบัฟเฟอร์เพื่อโปรตีนเข้มข้นสุดท้ายของ
0.5 ± 0.05 mg / ml, การ vortex และเทลงใน cuvettes การดูดกลืนแสงที่ถูก
วัดได้ทันทีที่ 540 นาโนเมตรที่มีspectronic®20 GENESYS ™
Spectrophotometer (เครื่องมือ Spectronic สหรัฐอเมริกา) Themean เพิ่มขึ้นสามเท่าของ
การอ่านการดูดกลืนแสงถูกคูณด้วย 150 จะได้รับ MFI
(ฮอปกินส์ et al., 2000).
2.9 การวิเคราะห์ข้อมูล
การทดลองเป็นแบบสุ่มสมบูรณ์ การวิเคราะห์ข้อมูล
ได้รับการดำเนินการโดยใช้ขั้นตอน GLM ของการวิเคราะห์ทางสถิติ
แพคเกจระบบ (SAS) เวอร์ชั่น 9.1.3 ซอฟแวร์ (สถิติการวิเคราะห์
ระบบ SAS Institute Inc. , แครี, NC, USA) และนัยสำคัญทางสถิติ
ที่ถูกตั้งไว้ที่ P ข 0.05 ดันแคนทดสอบช่วงหลายถูกใช้ในการทดสอบ
ความสำคัญของความแปรปรวนระหว่างความหมายของพารามิเตอร์ศึกษา

ผลลัพธ์ (ไทย) 3:

2.6 การกำหนดลักษณะคุณภาพเนื้อ
ทั้งก่อนและหลังการด่างเนื้อถูกกำหนดโดย
วิธีการทางอ้อมโดยใช้เครื่องวัดแบบพกพา ( เม็ตเลอร์ Toledo , AG 8603
, สวิตเซอร์แลนด์ ) ตัวอย่างที่ถูกถอดออกจาก− 80 °องศาเซลเซียสกระเป๋าและ
ตนเองบดในไนโตรเจนเหลว ประมาณ 0.5 กรัม บดตัวอย่างแต่ละ
กล้ามเนื้อบด ( wiggen เฮาเซอร์® d-500
,เยอรมนี ) สำหรับ 30 วินาทีใน 10 ml เย็นคล้ายเนื้อเยื่อประสานน้ำในสถานะของ iodoacetate
โซเดียม 5 มม. ( Merck schuchardt อันเป็น , เยอรมนี )
ป้องกันไกลโคไลซิสเพิ่มเติม pH ของ homogenates resultant คือ
วัดโดยใช้ขั้วไฟฟ้าที่แนบมากับเครื่องวัด .
เนื้อสีกำหนดดำเนินการโดยสี Flex
Spectrophotometer ( Hunter Lab Reston , VA , USA ) ใช้ระหว่างประเทศ
คณะกรรมาธิการการส่องสว่าง ( CIE ) ค่าแลป ( ที่รู้จักกันว่า L * a * b *
) กับระบบแสงสว่าง d56 และ 10 องศามาตรฐาน สังเกตการณ์ tristimulus ค่า
( x , y , z ) และการสะท้อนแสงที่ความยาวคลื่นที่เฉพาะเจาะจง ( 400 - 700 nm )

แสดงเนื้อสีข้อมูล อุปกรณ์ที่ได้รับการสอบเทียบกับสีดำ
และกระเบื้องสีขาวอ้างอิงก่อนที่จะใช้ ตัวอย่างของกล้ามเนื้อแช่แข็ง
ประมาณ 10 มม. ความหนา ( เหตุการณ์ 2012 ) จากวันที่ 0 ,1 และ 7
ถูกย้ายจาก 80 ° C − 4 ° C ช่องแช่แข็งในเย็นและเก็บไว้ข้ามคืน
ละลายจำนวนแตกและจะบานสำหรับ 30 นาที และถูกแทนที่ด้วย
บานพื้นผิวสัมผัสกับฐานของ
สีเฟล็กซ์ คัพ สำหรับแต่ละกลุ่มตัวอย่างทั้งหมดสามอ่าน ( ถ้วยหมุน
90 องศาในการอ่านที่สองและสาม ) L * a * b *
ได้รับมาจากการบันทึกแล้วเฉลี่ย ( ล่า
, 1980 )น้ำความจุถือ ( SPM ) เนื้อถูกกำหนดในแง่ของการสูญเสียและการสูญเสีย
หยดปรุงอาหารตามวิธีการที่อธิบาย
โดย honikel ( 1998 ) สำหรับการสูญเสีย ตัวอย่างเนื้อสดผ่าจาก
แพทยศาสตร์ ( BF ) กล้ามเนื้อจากขาหลังซ้ายเป็นแบบ
ชั่ง ( ประมาณ 20 กรัม และบันทึกน้ำหนัก
( W1 )ที่ชั่งน้ำหนักตัวอย่างอยู่ในพลาสติก ถุงพลาสติก อย่างถูกต้อง
ป้ายสูญญากาศบรรจุและเก็บไว้ใน 4 ° C เป็นเวลา 7 วัน หลัง 7 D
กระเป๋า ตัวอย่าง ( เอาออกจากกระเป๋า เบา ๆเปื้อนแห้ง
ใช้ผ้าขนหนูกระดาษ , ชั่งน้ำหนักและการบันทึก asw2 . หยด losswas คำนวณ
และแสดงเป็นร้อยละของความแตกต่างของตัวอย่างเบื้องต้น
น้ำหนักและขนาดตัวอย่างหลังจาก 7 D กระเป๋าแบ่งตัวอย่างน้ำหนัก
% [ ขาดทุน = หยดน้ำ ( W1 W2 − ) ÷ W1 ] × 100 ) ( honikel , 1998 ) .
ตัวอย่างที่ใช้สำหรับการกำหนดสี และใช้เพื่อกำหนดจำนวน
การสูญเสียอาหาร หลังจากการกำหนดสี ,
จำนวนแบบหนักและบันทึกไว้เป็น
น้ำหนัก ( W1 )อยู่ในน้ำผ่านพลาสติก ถุงพลาสติก และ vacuumpacked .
จำนวนแล้วต้มในน้ำอุ่นก่อนอาบน้ำ
ตั้งไว้ที่ 80 องศา เมื่ออุณหภูมิภายในของตัวอย่างถึง 78 องศา C
asmonitored ใช้แทงหัววัดอุณหภูมิ ( สวัสดี 145-00 เครื่องวัดอุณหภูมิ
ฮันนา®เครื่องมือ , USA ) แทรกเข้าไปในศูนย์
ทางเรขาคณิต ของตัวอย่างอาหารได้ อย่างต่อเนื่อง อีก 10 นาที
ตัวอย่าง สุกแล้วเอาออกจากน้ำที่อาบ equilibrated
อุณหภูมิห้อง เอาออกจากกระเป๋า เปื้อนแห้งด้วยผ้าขนหนูกระดาษ
โดยไม่ต้องบีบ และ reweighed ( W2 ) อาหารการสูญเสียร้อยละ
คำนวณได้โดยใช้สมการต่อไปนี้ :
อาหารการสูญเสียð % Þ¼½ð W1 W2 Þ−  W1   100
( honikel , 1998 ) .
กลุ่มตัวอย่างที่ใช้สำหรับการสูญเสียอาหารและ
determinationwere รวบรวมใช้เพื่อกำหนดความนุ่มของ rabbitmeat .
การประเมินเนื้อ ทำการศึกษาโดยใช้ ta.hd บวกวิเคราะห์เนื้อ® ( มั่นคง
ไมโครระบบ , Surrey , UK ) พร้อมกับ volodkevitch กัดตั้ง
อุปกรณ์สอบเทียบ 5 กิโลกรัม สำหรับน้ำหนัก 10 มม. กลับระยะทาง
สำหรับความสูงและความเร็วใบมีดไว้ที่ mm / s
ตัวอย่างการเตรียม 10ดำเนินการตามขั้นตอนที่อธิบายไว้ก่อนหน้า โดย sazili
et al . ( 2005 ) จากตัวอย่างแต่ละครั้งอย่างน้อย 3 ทำซ้ำบล็อก ( 1 cm ×
1 cm × 2 ซม. ) ที่ถูกตัดให้ขนานกับทิศทางของเส้นใยกล้ามเนื้อ
เป็นไปได้และแต่ละ blockwas ตัดตรงกลางตั้งฉาก
ไปยังทิศทางตามยาวของเส้นใย แรงเฉือนมีค่า
รายงานเป็นค่าเฉลี่ยสูงสุดบวกแรงของมูลค่าทั้งหมดบล็อกของแต่ละคน

ตัวอย่าง ปี การหาปริมาณไกลโคเจน glycogen
เนื้อหาของ llmuscles ตั้งใจใช้ glycogen
( ชุด# k646-100 ( วิสัยทัศน์ อเมริกาไบโอ ) ตามคำแนะนำของผู้ผลิตสำหรับวิธี Colorimetric
.
2.8 .
การวัดดัชนีการไมโอไฟบริลวัดความขุ่น MFI ตามวิธีการของฮอปกินส์ ,
Littlefield และทอมป์สัน ( 2000 ) มีการปรับเปลี่ยน ในซ้ำ ,
2.5 กรัมของกล้ามเนื้อบดตัวอย่างผสมกับ
บัฟเฟอร์เย็น 30 ml ( 100 mM KCl โปแตสเซียมฟอสเฟต 20 มม. 1 mM EDTA 1 mm
ชุด , pH 7.0 ที่อุณหภูมิ 4 องศา C ) และบดน้ำแข็งใช้ Ultra turrax
t5fu ( Ika labrortechnik Staufen , เยอรมนี ) เป็นเวลา 60 วินาที การแยก
อยู่ที่ระดับ 1 , 000 กรัม 2 ° C เป็นเวลา 15 นาทีโดยใช้
centrifuge AVANTI ® j-26xpi ( เบคแมน คูลเตอร์® , USA ) และน่านถูกทิ้ง
กับเม็ดจะแขวนลอยอยู่ใน 25 มิลลิลิตร กันชน ต่อไปนี้ที่ ปั่นกัน
. ผลการศึกษาที่นำถูกทิ้งและ
เม็ดแขวนลอยใน 15 ml ของบัฟเฟอร์ ตามด้วย vortexing . โดย
ไมโอไฟบริลsuspensionswere แล้วกรองลงในหลอด centrifuge 50ml ผ่าน
1.0 มม. พลาสติก strainers เพื่อลบใด ๆที่เหลือ
เนื้อเยื่อเกี่ยวพันเนื้อเยื่อ การรวมโปรตีนความเข้มข้นของ suspensionwas สุดท้ายตัดสินใจ
ใช้ไบโอโปรตีน ( ชุด 2 500-0002 แรดจาก ไบโอ ราด
( USA ) สำหรับกระบวนการวิเคราะห์โปรโตคอลต่อไปนี้ themicroplate 7.4
,กับอัลบูมินใช้เส้นโค้งมาตรฐาน และทำการวัดค่าการดูดกลืนแสง
595 nm ใช้ rayto rt-2100c พื้นที่ภาคเหนือของประเทศไทย
อ่าน ( rayto , จีน ) ทั้งสามใบเฉยๆของไมโอไฟบริล , สารแขวนลอย
ในบัฟเฟอร์เพื่อลดความเข้มข้นของโปรตีนสุดท้าย
0.5 ± 0.05 มก. / มล. vortexed และเทลงในคิวเวทท . วัดค่าได้ทันที
540 nm กับ spectronic ® 20 ™
เจเนซิสSpectrophotometer ( USA spectronic เครื่องมือ ) ค่าเฉลี่ยของค่าการดูดกลืนแสงทำสำเนาสามฉบับ
ถูกคูณด้วย 150 รับ MFI
( Hopkins et al . , 2000 ) .
2.9 . การวิเคราะห์ข้อมูล
การทดลองของแผนการทดลองแบบสุ่มตลอด
วิเคราะห์ข้อมูลโดยใช้ glm ขั้นตอนของแพคเกจการวิเคราะห์ระบบ
สถิติ ( SAS ) รุ่น 9.1.3 ซอฟแวร์ ( ระบบวิเคราะห์
สถิติสถาบัน SAS อิงค์ แครี่ , NC , USA ) และ
ความมีนัยสำคัญทางสถิติ P B 0.05 มีหลายช่วง หรือทดสอบความแปรปรวน
ระหว่างการใช้พารามิเตอร์