5.3. Fruit cropsFruit crops are the

5.3. Fruit crops

Fruit crops are the largest plant group that has been studied regarding the effects of chitosan application. Dipping the cutting stems of grapevines in an appropriate chitosan type and concentration improved the subsequent rooting and increased the number of internodes and the chlorophyll content (Górnik et al., 2008). Likewise, the foliar spraying of nanoparticle chitosan enhanced coffee plant growth (Van et al., 2013), while the chitosan spraying of strawberries after transplantation increased vegetative growth and yield without affecting fruit quality (El-Miniawy et al., 2013).

Fruit dipping, or coating, is the most popular technique used to prolong fruit shelf life (Casals et al., 2012, Kerch et al., 2011 and Ma et al., 2013) and decrease the incidence of infection (Abbasi et al., 2009, Badawya and Rabea, 2009 and Devlieghere et al., 2004). This is owing to the antimicrobial activity of chitosan and/or the induction of defensive genes in fruit. In dragon fruit, chitosan spraying reduced the anthracnose infection frequency and severity by 22% and 66%, respectively. This was consistent with the increased lignin accumulation and the β-1,3-glucanase and chitinase activities (Ali et al., 2014). The incubation of excised grape leaves with chitosan induced chitinase activity, leading to an increased protection against the grey mold caused by B. cinerea ( Trotel-Aziz et al., 2006). In papaya, fruit dipping with 1.5–2.0% (w/v) chitosan reduced the severity of the disease caused by Colletotrichum gloeosporioides infection, and enhanced the POX, chitinase and β-1,3-glucanase activities, and the level of total phenolic compounds ( Ali et al., 2012). Together these could contribute to the observed disease resistance (Ali et al., 2012). Likewise, the chitosan coating of peaches induced resistance against brown rot fungi, which was consistent with the observed increased activity of defense-related enzymes, such as CAT, POX, β-1,3-glucanase and chitinase, induced by chitosan (Ma et al., 2013). The treatment of pears with different MW chitosan resulted in different responses. Oligochitosan (6 kDa) increased the chitinase and β-1,3-glucanase activities, while high MW chitosan (350 kDa) increased the POX activity (Meng et al., 2010). These results support the chitosan size-dependent responses seen in various plant organs and species of non-fruit crop plants.

Chitosan coating inhibits browning in apples (Malus domestica Borkh; Qi et al., 2011), litchi (Zhang and Quantick., 1997), loquat (Ghasemnezhad et al., 2011) and rambutan (Nephelium lappaceum L.; Martínez-Castellanos et al., 2009), which is consistent with the chitosan-induced delay in the increased polyphenol oxidase (PPO) activity in fresh litchi fruit ( De Reuck et al., 2009 and Dong et al., 2004), longan (Jiang and Li, 2001) and tomato (Badawya and Rabea, 2009). The delayed increase in the PPO activity results in a delay in browning, which can prolong fruit shelf life.

Preventing weight loss is another action that can prolong the shelf life of fruit. Chitosan prevents weight loss in apricot (Ghasemnezhad and Sanavi, 2010), pitaya fruit (Hylocercus undatus (Haw) Brit.; Chutichudet and Chutichudet, 2011), litchi ( Dong et al., 2004, Lin et al., 2011 and Zhang and Quantick, 1997), longan (Jiang and Li, 2001), loquat (Ghasemnezhad et al., 2011), papaya (Ali et al., 2011), strawberry (Fragaria × ananassa Duchesne; Hernández-Muñoz et al., 2008 and Park et al., 2005) and prickly pears (Opuntia albicarpa Scheinvar and Opuntia ficus-indica (L.) Mill; Ochoa-Velasco and Guerrero-Beltrán, 2014). Chitosan also decreased the respiration rates of many fruits, such as apple (Qi et al., 2011), Indian jujube (Ziziphphus mauritina Lam.; Qiuping and Wenshui, 2007), litchi ( De Reuck et al., 2009 and Lin et al., 2011), longan (Dimocarpus longan Lour.; Jiang and Li, 2001), mango (Mangifera indica L.; Zhu et al., 2008), papaya (Hewajulige et al., 2009), peach (Li and Yu, 2001) and strawberry (Hernández-Muñoz et al., 2008). Respiration degrades the organic compounds in fruit leading to weight loss and decreased firmness. Therefore, the reduced respiration rate helps to maintain the fruit weight and firmness.

Chitosan induced the accumulation of phenolic compounds in many fruits (Ali et al., 2012, Badawya and Rabea, 2009, Ghasemnezhad et al., 2010, Ghasemnezhad et al., 2011, Kerch et al., 2011, Liu et al., 2007, Meng and Tian, 2009 and Zhang and Quantick, 1997) and increased or maintained their antioxidant activities (Ghasemnezhad et al., 2010, Ghasemnezhad et al., 2011 and Ma et al., 2013). However, in some fruits, such as strawberry, chitosan dipping reduced the phenolic content (Kerch et al., 2011).

The experimental results on the use of chitosan in fruit crop plants are summarized in Table 4.

ผลลัพธ์ (ไทย) 1:

5.3. ผลไม้ขยายพืชผลไม้มีกลุ่มโรงงานที่ใหญ่ที่สุดที่มีการศึกษาเกี่ยวกับผลของการใช้ไคโตซาน จิ้มตัดลำต้นของ grapevines ในไคโตซานเหมาะสมชนิดและความเข้มข้น rooting ภายหลังการปรับปรุง และเพิ่มจำนวนของ internodes และเนื้อหาคลอโรฟิลล์ (Górnik et al., 2008) ทำนองเดียวกัน พ่น foliar nanoparticle ไคโตซานเพิ่มกาแฟพืชเจริญเติบโต (รถตู้ร้อยเอ็ด al., 2013), ในขณะไคโตซานพ่นของสตรอเบอร์รี่หลังปลูกเพิ่มผักเรื้อรังเติบโต และผลผลิตโดยไม่ส่งผลกระทบต่อคุณภาพของผลไม้ (El Miniawy et al., 2013)Fruit dipping, or coating, is the most popular technique used to prolong fruit shelf life (Casals et al., 2012, Kerch et al., 2011 and Ma et al., 2013) and decrease the incidence of infection (Abbasi et al., 2009, Badawya and Rabea, 2009 and Devlieghere et al., 2004). This is owing to the antimicrobial activity of chitosan and/or the induction of defensive genes in fruit. In dragon fruit, chitosan spraying reduced the anthracnose infection frequency and severity by 22% and 66%, respectively. This was consistent with the increased lignin accumulation and the β-1,3-glucanase and chitinase activities (Ali et al., 2014). The incubation of excised grape leaves with chitosan induced chitinase activity, leading to an increased protection against the grey mold caused by B. cinerea ( Trotel-Aziz et al., 2006). In papaya, fruit dipping with 1.5–2.0% (w/v) chitosan reduced the severity of the disease caused by Colletotrichum gloeosporioides infection, and enhanced the POX, chitinase and β-1,3-glucanase activities, and the level of total phenolic compounds ( Ali et al., 2012). Together these could contribute to the observed disease resistance (Ali et al., 2012). Likewise, the chitosan coating of peaches induced resistance against brown rot fungi, which was consistent with the observed increased activity of defense-related enzymes, such as CAT, POX, β-1,3-glucanase and chitinase, induced by chitosan (Ma et al., 2013). The treatment of pears with different MW chitosan resulted in different responses. Oligochitosan (6 kDa) increased the chitinase and β-1,3-glucanase activities, while high MW chitosan (350 kDa) increased the POX activity (Meng et al., 2010). These results support the chitosan size-dependent responses seen in various plant organs and species of non-fruit crop plants.Chitosan coating inhibits browning in apples (Malus domestica Borkh; Qi et al., 2011), litchi (Zhang and Quantick., 1997), loquat (Ghasemnezhad et al., 2011) and rambutan (Nephelium lappaceum L.; Martínez-Castellanos et al., 2009), which is consistent with the chitosan-induced delay in the increased polyphenol oxidase (PPO) activity in fresh litchi fruit ( De Reuck et al., 2009 and Dong et al., 2004), longan (Jiang and Li, 2001) and tomato (Badawya and Rabea, 2009). The delayed increase in the PPO activity results in a delay in browning, which can prolong fruit shelf life.Preventing weight loss is another action that can prolong the shelf life of fruit. Chitosan prevents weight loss in apricot (Ghasemnezhad and Sanavi, 2010), pitaya fruit (Hylocercus undatus (Haw) Brit.; Chutichudet and Chutichudet, 2011), litchi ( Dong et al., 2004, Lin et al., 2011 and Zhang and Quantick, 1997), longan (Jiang and Li, 2001), loquat (Ghasemnezhad et al., 2011), papaya (Ali et al., 2011), strawberry (Fragaria × ananassa Duchesne; Hernández-Muñoz et al., 2008 and Park et al., 2005) and prickly pears (Opuntia albicarpa Scheinvar and Opuntia ficus-indica (L.) Mill; Ochoa-Velasco and Guerrero-Beltrán, 2014). Chitosan also decreased the respiration rates of many fruits, such as apple (Qi et al., 2011), Indian jujube (Ziziphphus mauritina Lam.; Qiuping and Wenshui, 2007), litchi ( De Reuck et al., 2009 and Lin et al., 2011), longan (Dimocarpus longan Lour.; Jiang and Li, 2001), mango (Mangifera indica L.; Zhu et al., 2008), papaya (Hewajulige et al., 2009), peach (Li and Yu, 2001) and strawberry (Hernández-Muñoz et al., 2008). Respiration degrades the organic compounds in fruit leading to weight loss and decreased firmness. Therefore, the reduced respiration rate helps to maintain the fruit weight and firmness.
Chitosan induced the accumulation of phenolic compounds in many fruits (Ali et al., 2012, Badawya and Rabea, 2009, Ghasemnezhad et al., 2010, Ghasemnezhad et al., 2011, Kerch et al., 2011, Liu et al., 2007, Meng and Tian, 2009 and Zhang and Quantick, 1997) and increased or maintained their antioxidant activities (Ghasemnezhad et al., 2010, Ghasemnezhad et al., 2011 and Ma et al., 2013). However, in some fruits, such as strawberry, chitosan dipping reduced the phenolic content (Kerch et al., 2011).

The experimental results on the use of chitosan in fruit crop plants are summarized in Table 4.

ผลลัพธ์ (ไทย) 2:

5.3 พืชผลไม้พืชผลไม้เป็นกลุ่มพืชที่ใหญ่ที่สุดที่ได้รับการศึกษาเกี่ยวกับผลของการประยุกต์ใช้ไคโตซาน จุ่มตัดลำต้นขององุ่นในประเภทไคโตซานที่เหมาะสมและความเข้มข้นของการปรับปรุงรากตามมาและการเพิ่มจำนวนของ internodes และเนื้อหาของคลอโรฟิล (Górnik et al., 2008) ในทำนองเดียวกันการฉีดพ่นทางใบของอนุภาคนาโนไคโตซานกาแฟเจริญเติบโตของพืชที่เพิ่มขึ้น (Van et al., 2013) ในขณะที่การฉีดพ่นสารไคโตซานของสตรอเบอร์รี่หลังการปลูกเพิ่มขึ้นการเจริญเติบโตและผลผลิตโดยไม่มีผลต่อคุณภาพผลไม้ (El-Miniawy et al., 2013). ผลไม้ จุ่มหรือเคลือบเป็นเทคนิคที่นิยมมากที่สุดที่ใช้ในการยืดอายุการเก็บรักษาผลไม้ (Casals et al., 2012, เคิร์ช et al., 2011 และ Ma et al., 2013) และลดอุบัติการณ์ของการติดเชื้อ (บา et al., 2009 Badawya และ Rabea, 2009 และ Devlieghere et al., 2004) นี้เนื่องจากกิจกรรมของไคโตซานและ / หรือการเหนี่ยวนำของยีนในการป้องกันผลไม้ ในแก้วมังกร, การฉีดพ่นสารไคโตซานลดความถี่ในการติดเชื้อแอนแทรกโนและระดับความรุนแรง 22% และ 66% ตามลำดับ นี้มีความสอดคล้องกับการสะสมลิกนินที่เพิ่มขึ้นและβ-1,3-glucanase และกิจกรรมไคติเนส (อาลี et al., 2014) บ่มองุ่นตัดใบที่มีการเหนี่ยวนำให้เกิดกิจกรรมไคติเนสไคโตซานที่นำไปสู่การป้องกันที่เพิ่มขึ้นกับราสีเทาที่เกิดจากบีซีเนเรีย (Trotel-Aziz et al., 2006) ในมะละกอจุ่มผลไม้ที่มี 1.5-2.0% (w / v) ไคโตซานลดความรุนแรงของโรคที่เกิดจากเชื้อรา Colletotrichum gloeosporioides การติดเชื้อและโรคฝีที่เพิ่มขึ้น, ไคติเนสและกิจกรรมβ-1,3-glucanase และระดับของฟีนอลทั้งหมด สารประกอบ (อาลี et al., 2012) ร่วมกันเหล่านี้อาจนำไปสู่ความต้านทานโรคข้อสังเกต (อาลี et al., 2012) ในทำนองเดียวกันการเคลือบไคโตซานของลูกพีชเหนี่ยวนำให้เกิดความต้านทานต่อเชื้อราสีน้ำตาลเน่าซึ่งสอดคล้องกับข้อสังเกตกิจกรรมที่เพิ่มขึ้นของเอนไซม์ที่เกี่ยวข้องกับการป้องกันตัวเช่นกสทโรคฝี, β-1,3-glucanase และไคติเนส, เกิดจากไคโตซาน (Ma et al., 2013) การรักษาของลูกแพร์กับไคโตซานเมกะวัตต์ที่แตกต่างกันส่งผลให้การตอบสนองที่แตกต่างกัน Oligochitosan (6 กิโลดาลตัน) เพิ่มกิจกรรมไคติเนสและβ-1,3-glucanase ในขณะที่ไคโตซานสูงเมกะวัตต์ (350 กิโลดาลตัน) เพิ่มกิจกรรมโรคฝี (เม้ง et al., 2010) ผลลัพธ์เหล่านี้สนับสนุนการตอบสนองขนาดขึ้นอยู่กับไคโตซานที่เห็นในอวัยวะพืชชนิดต่างๆและไม่ใช่ผลไม้พืช. เคลือบไคโตซานช่วยยับยั้งการเกิดสีน้ำตาลในแอปเปิ้ล (Malus domestica Borkh. ฉี et al, 2011), ลิ้นจี่ (Zhang และ Quantick 1997. ) loquat (Ghasemnezhad et al., 2011) และเงาะ (Nephelium lappaceum L .; Martínez-Castellanos et al., 2009) ซึ่งมีความสอดคล้องกับความล่าช้าไคโตซานที่เกิดขึ้นในเอนไซม์โพลีฟีนที่เพิ่มขึ้น (PPO) กิจกรรมในลิ้นจี่สด ผลไม้ (เดอ Reuck et al., 2009 และดง et al., 2004), ลำไย (เจียงและหลี่, 2001) และมะเขือเทศ (Badawya และ Rabea 2009) การเพิ่มขึ้นของความล่าช้าในผลกิจกรรม PPO ในความล่าช้าในการเกิดสีน้ำตาลที่สามารถยืดอายุการเก็บรักษาผลไม้. การป้องกันการสูญเสียน้ำหนักคือการกระทำที่สามารถยืดอายุการเก็บรักษาของผลไม้อื่น ไคโตซานป้องกันการสูญเสียน้ำหนักในแอปริคอท (Ghasemnezhad และ Sanavi 2010) ผลไม้แก้วมังกร (Hylocercus undatus (อ้ำอึ้ง) Brit .; Chutichudet และ Chutichudet 2011), ลิ้นจี่ (Dong et al., 2004 หลิน et al., 2011 และวอชิงตันโพสต์และ .. Quantick, 1997), ลำไย (เจียงและหลี่, 2001), loquat (Ghasemnezhad et al, 2011) มะละกอ (อาลี et al, 2011), สตรอเบอร์รี่ (Fragaria × ananassa Duchesne; Hernández-Muñoz, et al, 2008 และ. สวน et al, 2005) และลูกแพร์เต็มไปด้วยหนาม (Opuntia albicarpa Scheinvar และ Opuntia Ficus-indica (L. ) Mill. ชัว-Velasco และเกร์เรโรBeltrán-2014) ไคโตซานยังลดลงอัตราการหายใจของผลไม้เป็นจำนวนมากเช่นแอปเปิ้ล (Qi et al., 2011) อินเดียพุทรา (Ziziphphus mauritina ลำ .; Qiuping และ Wenshui, 2007), ลิ้นจี่ (เดอ Reuck et al., 2009 และหลิน et al, . 2011), ลำไย (Dimocarpus ลำไย Lour .; เจียงและหลี่, 2001) มะม่วง (Mangifera indica L .; Zhu et al., 2008) มะละกอ (Hewajulige et al., 2009), ลูกพีช (Li และยู 2001) และสตรอเบอร์รี่ (HernándezMuñoz-et al., 2008) และระบบหายใจลดสารอินทรีย์ในผลไม้ที่นำไปสู่การสูญเสียน้ำหนักและลดลงแน่น ดังนั้นอัตราการหายใจลดลงจะช่วยให้การรักษาน้ำหนักผลไม้และความแน่น. ไคโตซานเหนี่ยวนำให้เกิดการสะสมของสารฟีนอลในผลไม้จำนวนมาก (อาลี et al., 2012, Badawya และ Rabea 2009 Ghasemnezhad et al., 2010 Ghasemnezhad et al, 2011, เคิร์ช et al., 2011 หลิว et al., 2007, เม้งและท่าเตียน, 2009 และจางและ Quantick, 1997) และการเพิ่มขึ้นหรือคงต้านอนุมูลอิสระของพวกเขา (Ghasemnezhad et al., 2010 Ghasemnezhad et al., 2011 และ Ma et al., 2013) อย่างไรก็ตามในผลไม้บางอย่างเช่นสตรอเบอร์รี่จุ่มไคโตซานลดเนื้อหาฟีนอล (เคิร์ช et al., 2011). ผลการทดลองเกี่ยวกับการใช้ไคโตซานในพืชผลไม้ได้สรุปไว้ในตารางที่ 4