- ข้อความ
- ประวัติศาสตร์
addition of hydrogen and/or organic
addition of hydrogen and/or organic compounds (Gregory et al., 2004; Jeremiasse et al., 2012; Villano et al., 2011). One of the first approaches used was electrical inversion of exoelectrogenic bioan- odes fed with hydrogen to obtain hydrogen-evolving biocathodes based on the reversibility of hydrogenases (Rozendal et al., 2008). This approach required the use of non-renewable ferricyanide as catholyte and ferrocyanide as anolyte. A different inversion method was used to obtain biocathodes for oxygen reduction based on inverting the polarity of a BES repeatedly by using a potentio- stat and by alternating exposure of electrode biofilm to oxygen and the addition of acetate (Cheng et al., 2010). A similar method was used to establish a methanogenic biocathode by switching periodically the polarity of anode and cathode using a stack of rotat- able conductive disks that were one-half submerged in wastewater and one-half exposed to headspace gas (Cheng et al., 2011). More recently, a sediment microbial fuel cell (sMFC) electrode inversion technique was developed to facilitate enrichment of anaerobic exo- electrogenic bacteria from sediments that subsequently selects for electrotrophic bacteria by inversion of the sMFC anode into a bio- cathode (Pisciotta et al., 2012). These previous methods for the establishment of anaerobic biocathodes are complicated and time consuming multi-step-procedures.
A specialized method was developed here to accelerate start-up of anaerobic facultatively autotrophic biocathodes based on het- erotrophic pre-enrichment. Acetogenic bacteria are able to reduce CO2 with H2 into acetate and other organic compounds by utiliz- ing the reductive acetyl-CoA (Wood-Ljungdahl) pathway and have recently been shown to convert CO2 into organic compounds in BES by replacing hydrogen with a cathode as the energy and elec- tron source (Berg, 2011; Drake et al., 2008; Nevin et al., 2010). Pure culture studies with selected acetogens including Sporomusa spp. and Clostridium spp. have demonstrated electrotrophic activity (Nevin et al., 2011, 2010; Song et al., 2011). It was therefore hypoth- esized that enrichment of these and related microorganisms in BESs would select for new facultatively autotrophic electrotrophs for biochemical or biofuel synthesis. Based on facultative autotro- phy of acetogens, a pre-enrichment procedure was developed where bacteria were first enriched heterotrophically on glucose (Berg, 2011; Drake et al., 2008). After heterotrophic pre-enrichment and acclimation of the enriched culture to a BES, carbon dioxide was provided as the sole electron acceptor and carbon source to select for microorganisms able to switch from heterotrophic to autotrophic metabolism (Fig. 1). This specialized method could provide a simplified way to isolate biofuel or biochemical producing electrotrophs from various inoculum sources. This procedure may also provide a general approach by which microorganisms with specific metabolic abilities can be enriched using various electron donors and/or substrates for development of specialized anaerobic biocathodes (Fig. S1).
Na2 S·9H2 O, 8 g/L NaHCO3 supplemented with 10 mL/L minerals solution (SL10) (Atlas, 2010). In addition, 2mL of Wolfe’s vita- mins solution (Wolin et al., 1963), 2 mL glucose solution (from 1 M stock), and 2 mL sodium-2-bromoethane-sulfonate (from 500 mM stock solution, to inhibit growth of methanogens) (Chae et al., 2010; Zehnder and Brock, 1980; Zinder et al., 1984) were injected into each serum bottle sealed with a butyl rubber stopper (Chem- glass, Vineland, NJ) and an aluminum crimp top. Subsequently, the headspace was degassed for 10 min with a sterile N2 :CO2 -gas-mix (80:20, v/v). Final pH was adjusted to 7.3. Enrichment cultures were incubated in the dark at 30◦C and agitated on a shaker (at 125 rpm). After a 7-day incubation, 20 mL of the enrichment cul- ture were used to inoculate new serum bottles containing 80 mL fresh anaerobic basal medium. To each serum bottle 2mL vita- mins, 2 mL glucose, and 1 mL sodium-2-bromoethane-sulfonate were supplemented from stock solutions mentioned above. Cul- tures were incubated under the same conditions for another week.
2.2. BES construction and operation
Two-chamber H-type BESs were constructed from two 250- mL media bottles each joined together with a glass tube (2.5 cm diameter, 4.5 cm length; 325 mL total volume of each chamber, Penn State glass workshop, University Park, PA). The two cham- bers were separated by a pretreated cation exchange membrane (Nafion 117, DuPont, Newark, DE) as previously described (Oh and Logan, 2006; Rezaei et al., 2008). Electrodes were carbon fiber rods (7.5 cm length, 0.6 cm diameter; 0.00147 m2 surface area; McMaster-Carr), polished using sandpaper (grit type 400) and treated in 1 M HCl over night as described before (Call and Logan, 2011). Titanium wire (0.06 cm diameter; McMaster-Carr) was cut to 12-cm length and polished with sandpaper (aluminum oxide; 3M, St. Paul, MN) to remove any oxide layer, and attached to the carbon rod (Call and Logan, 2011). The wire of the electrodes was threaded through rubber stoppers and autoclaved along with reactors filled with DI water, and capped loosely with lids. Reference electrodes (Ag/AgCl, RE-5B, Bioanalytical Systems, Inc.; E(Ag/AgCl) = E(SHE) −0.211V) (Tokash and Logan, 2011) were checked for accuracy, sterilized with 70% (v/v) ethanol in a laminar airflow cabinet, and threaded through sterile stoppers attached with electrodes deter- mined for being the working electrode (cathode). Autoclaved and emptied two-chamber reactors were then closed with stoppers, attached with the respective electrodes for the cathode and anode chambers, and transferred into a COY anaerobic chamber. Then, 200 mL of anaerobically prepared sterile basal medium (see above), supplemented with 2 mL/L vitamin solution and 2 mL/L sodium-2- bromoethane-sulfonate solution (1 mM final concentration), was added into each BES chamber. Both chambers were inoculated by addition of 50 mL pre-enriched culture (working volume = 250 mL; headspace = 75 mL) (Fig. 1). The headspace of all reactor chambers was purged with sterile N2:CO2-gas-mix (80:20, v/v) for 15min to provide CO2. For chronoamperometric and chronocoulometric measurements the BESs were connected to a potentiostat (model MPG2; Bio-Logic – Science Instruments, Claix, France) by applying a cathode potential of −0.400V (versus SHE). BESs were oper- ated in the dark at a constant temperature of 30 ± 1 ◦ C. During the BES start-up period, 1.5 mL glucose (6 mM final concentration) was added every second day to the cathode compartments based on fast glucose consumption rates within two days. Addition of glucose was stopped on day 14 of BESs operation when uptake of current started. The pH was checked and adjusted if needed using phos- phate buffers. Current densities were calculated as J = I/Acat , where J is the current density, I is current, ACat is cathode surface area. Power densities were calculated using Pcat = IEcell /Acat , where PCat is current density and ECell is the cell potential. Statistical calculations are based on ̨ = 0.05. All potential values are reported versus SHE.
Z. Zaybak et al. / Journal of Biotechnology 168 (2013) 478–485 479
A specialized method was developed here to accelerate start-up of anaerobic facultatively autotrophic biocathodes based on het- erotrophic pre-enrichment. Acetogenic bacteria are able to reduce CO2 with H2 into acetate and other organic compounds by utiliz- ing the reductive acetyl-CoA (Wood-Ljungdahl) pathway and have recently been shown to convert CO2 into organic compounds in BES by replacing hydrogen with a cathode as the energy and elec- tron source (Berg, 2011; Drake et al., 2008; Nevin et al., 2010). Pure culture studies with selected acetogens including Sporomusa spp. and Clostridium spp. have demonstrated electrotrophic activity (Nevin et al., 2011, 2010; Song et al., 2011). It was therefore hypoth- esized that enrichment of these and related microorganisms in BESs would select for new facultatively autotrophic electrotrophs for biochemical or biofuel synthesis. Based on facultative autotro- phy of acetogens, a pre-enrichment procedure was developed where bacteria were first enriched heterotrophically on glucose (Berg, 2011; Drake et al., 2008). After heterotrophic pre-enrichment and acclimation of the enriched culture to a BES, carbon dioxide was provided as the sole electron acceptor and carbon source to select for microorganisms able to switch from heterotrophic to autotrophic metabolism (Fig. 1). This specialized method could provide a simplified way to isolate biofuel or biochemical producing electrotrophs from various inoculum sources. This procedure may also provide a general approach by which microorganisms with specific metabolic abilities can be enriched using various electron donors and/or substrates for development of specialized anaerobic biocathodes (Fig. S1).
Na2 S·9H2 O, 8 g/L NaHCO3 supplemented with 10 mL/L minerals solution (SL10) (Atlas, 2010). In addition, 2mL of Wolfe’s vita- mins solution (Wolin et al., 1963), 2 mL glucose solution (from 1 M stock), and 2 mL sodium-2-bromoethane-sulfonate (from 500 mM stock solution, to inhibit growth of methanogens) (Chae et al., 2010; Zehnder and Brock, 1980; Zinder et al., 1984) were injected into each serum bottle sealed with a butyl rubber stopper (Chem- glass, Vineland, NJ) and an aluminum crimp top. Subsequently, the headspace was degassed for 10 min with a sterile N2 :CO2 -gas-mix (80:20, v/v). Final pH was adjusted to 7.3. Enrichment cultures were incubated in the dark at 30◦C and agitated on a shaker (at 125 rpm). After a 7-day incubation, 20 mL of the enrichment cul- ture were used to inoculate new serum bottles containing 80 mL fresh anaerobic basal medium. To each serum bottle 2mL vita- mins, 2 mL glucose, and 1 mL sodium-2-bromoethane-sulfonate were supplemented from stock solutions mentioned above. Cul- tures were incubated under the same conditions for another week.
2.2. BES construction and operation
Two-chamber H-type BESs were constructed from two 250- mL media bottles each joined together with a glass tube (2.5 cm diameter, 4.5 cm length; 325 mL total volume of each chamber, Penn State glass workshop, University Park, PA). The two cham- bers were separated by a pretreated cation exchange membrane (Nafion 117, DuPont, Newark, DE) as previously described (Oh and Logan, 2006; Rezaei et al., 2008). Electrodes were carbon fiber rods (7.5 cm length, 0.6 cm diameter; 0.00147 m2 surface area; McMaster-Carr), polished using sandpaper (grit type 400) and treated in 1 M HCl over night as described before (Call and Logan, 2011). Titanium wire (0.06 cm diameter; McMaster-Carr) was cut to 12-cm length and polished with sandpaper (aluminum oxide; 3M, St. Paul, MN) to remove any oxide layer, and attached to the carbon rod (Call and Logan, 2011). The wire of the electrodes was threaded through rubber stoppers and autoclaved along with reactors filled with DI water, and capped loosely with lids. Reference electrodes (Ag/AgCl, RE-5B, Bioanalytical Systems, Inc.; E(Ag/AgCl) = E(SHE) −0.211V) (Tokash and Logan, 2011) were checked for accuracy, sterilized with 70% (v/v) ethanol in a laminar airflow cabinet, and threaded through sterile stoppers attached with electrodes deter- mined for being the working electrode (cathode). Autoclaved and emptied two-chamber reactors were then closed with stoppers, attached with the respective electrodes for the cathode and anode chambers, and transferred into a COY anaerobic chamber. Then, 200 mL of anaerobically prepared sterile basal medium (see above), supplemented with 2 mL/L vitamin solution and 2 mL/L sodium-2- bromoethane-sulfonate solution (1 mM final concentration), was added into each BES chamber. Both chambers were inoculated by addition of 50 mL pre-enriched culture (working volume = 250 mL; headspace = 75 mL) (Fig. 1). The headspace of all reactor chambers was purged with sterile N2:CO2-gas-mix (80:20, v/v) for 15min to provide CO2. For chronoamperometric and chronocoulometric measurements the BESs were connected to a potentiostat (model MPG2; Bio-Logic – Science Instruments, Claix, France) by applying a cathode potential of −0.400V (versus SHE). BESs were oper- ated in the dark at a constant temperature of 30 ± 1 ◦ C. During the BES start-up period, 1.5 mL glucose (6 mM final concentration) was added every second day to the cathode compartments based on fast glucose consumption rates within two days. Addition of glucose was stopped on day 14 of BESs operation when uptake of current started. The pH was checked and adjusted if needed using phos- phate buffers. Current densities were calculated as J = I/Acat , where J is the current density, I is current, ACat is cathode surface area. Power densities were calculated using Pcat = IEcell /Acat , where PCat is current density and ECell is the cell potential. Statistical calculations are based on ̨ = 0.05. All potential values are reported versus SHE.
Z. Zaybak et al. / Journal of Biotechnology 168 (2013) 478–485 479
0/5000
addition of hydrogen and/or organic compounds (Gregory et al., 2004; Jeremiasse et al., 2012; Villano et al., 2011). One of the first approaches used was electrical inversion of exoelectrogenic bioan- odes fed with hydrogen to obtain hydrogen-evolving biocathodes based on the reversibility of hydrogenases (Rozendal et al., 2008). This approach required the use of non-renewable ferricyanide as catholyte and ferrocyanide as anolyte. A different inversion method was used to obtain biocathodes for oxygen reduction based on inverting the polarity of a BES repeatedly by using a potentio- stat and by alternating exposure of electrode biofilm to oxygen and the addition of acetate (Cheng et al., 2010). A similar method was used to establish a methanogenic biocathode by switching periodically the polarity of anode and cathode using a stack of rotat- able conductive disks that were one-half submerged in wastewater and one-half exposed to headspace gas (Cheng et al., 2011). More recently, a sediment microbial fuel cell (sMFC) electrode inversion technique was developed to facilitate enrichment of anaerobic exo- electrogenic bacteria from sediments that subsequently selects for electrotrophic bacteria by inversion of the sMFC anode into a bio- cathode (Pisciotta et al., 2012). These previous methods for the establishment of anaerobic biocathodes are complicated and time consuming multi-step-procedures.A specialized method was developed here to accelerate start-up of anaerobic facultatively autotrophic biocathodes based on het- erotrophic pre-enrichment. Acetogenic bacteria are able to reduce CO2 with H2 into acetate and other organic compounds by utiliz- ing the reductive acetyl-CoA (Wood-Ljungdahl) pathway and have recently been shown to convert CO2 into organic compounds in BES by replacing hydrogen with a cathode as the energy and elec- tron source (Berg, 2011; Drake et al., 2008; Nevin et al., 2010). Pure culture studies with selected acetogens including Sporomusa spp. and Clostridium spp. have demonstrated electrotrophic activity (Nevin et al., 2011, 2010; Song et al., 2011). It was therefore hypoth- esized that enrichment of these and related microorganisms in BESs would select for new facultatively autotrophic electrotrophs for biochemical or biofuel synthesis. Based on facultative autotro- phy of acetogens, a pre-enrichment procedure was developed where bacteria were first enriched heterotrophically on glucose (Berg, 2011; Drake et al., 2008). After heterotrophic pre-enrichment and acclimation of the enriched culture to a BES, carbon dioxide was provided as the sole electron acceptor and carbon source to select for microorganisms able to switch from heterotrophic to autotrophic metabolism (Fig. 1). This specialized method could provide a simplified way to isolate biofuel or biochemical producing electrotrophs from various inoculum sources. This procedure may also provide a general approach by which microorganisms with specific metabolic abilities can be enriched using various electron donors and/or substrates for development of specialized anaerobic biocathodes (Fig. S1).Na2 S·9H2 O, 8 g/L NaHCO3 supplemented with 10 mL/L minerals solution (SL10) (Atlas, 2010). In addition, 2mL of Wolfe’s vita- mins solution (Wolin et al., 1963), 2 mL glucose solution (from 1 M stock), and 2 mL sodium-2-bromoethane-sulfonate (from 500 mM stock solution, to inhibit growth of methanogens) (Chae et al., 2010; Zehnder and Brock, 1980; Zinder et al., 1984) were injected into each serum bottle sealed with a butyl rubber stopper (Chem- glass, Vineland, NJ) and an aluminum crimp top. Subsequently, the headspace was degassed for 10 min with a sterile N2 :CO2 -gas-mix (80:20, v/v). Final pH was adjusted to 7.3. Enrichment cultures were incubated in the dark at 30◦C and agitated on a shaker (at 125 rpm). After a 7-day incubation, 20 mL of the enrichment cul- ture were used to inoculate new serum bottles containing 80 mL fresh anaerobic basal medium. To each serum bottle 2mL vita- mins, 2 mL glucose, and 1 mL sodium-2-bromoethane-sulfonate were supplemented from stock solutions mentioned above. Cul- tures were incubated under the same conditions for another week.2.2. BES construction and operationTwo-chamber H-type BESs were constructed from two 250- mL media bottles each joined together with a glass tube (2.5 cm diameter, 4.5 cm length; 325 mL total volume of each chamber, Penn State glass workshop, University Park, PA). The two cham- bers were separated by a pretreated cation exchange membrane (Nafion 117, DuPont, Newark, DE) as previously described (Oh and Logan, 2006; Rezaei et al., 2008). Electrodes were carbon fiber rods (7.5 cm length, 0.6 cm diameter; 0.00147 m2 surface area; McMaster-Carr), polished using sandpaper (grit type 400) and treated in 1 M HCl over night as described before (Call and Logan, 2011). Titanium wire (0.06 cm diameter; McMaster-Carr) was cut to 12-cm length and polished with sandpaper (aluminum oxide; 3M, St. Paul, MN) to remove any oxide layer, and attached to the carbon rod (Call and Logan, 2011). The wire of the electrodes was threaded through rubber stoppers and autoclaved along with reactors filled with DI water, and capped loosely with lids. Reference electrodes (Ag/AgCl, RE-5B, Bioanalytical Systems, Inc.; E(Ag/AgCl) = E(SHE) −0.211V) (Tokash and Logan, 2011) were checked for accuracy, sterilized with 70% (v/v) ethanol in a laminar airflow cabinet, and threaded through sterile stoppers attached with electrodes deter- mined for being the working electrode (cathode). Autoclaved and emptied two-chamber reactors were then closed with stoppers, attached with the respective electrodes for the cathode and anode chambers, and transferred into a COY anaerobic chamber. Then, 200 mL of anaerobically prepared sterile basal medium (see above), supplemented with 2 mL/L vitamin solution and 2 mL/L sodium-2- bromoethane-sulfonate solution (1 mM final concentration), was added into each BES chamber. Both chambers were inoculated by addition of 50 mL pre-enriched culture (working volume = 250 mL; headspace = 75 mL) (Fig. 1). The headspace of all reactor chambers was purged with sterile N2:CO2-gas-mix (80:20, v/v) for 15min to provide CO2. For chronoamperometric and chronocoulometric measurements the BESs were connected to a potentiostat (model MPG2; Bio-Logic – Science Instruments, Claix, France) by applying a cathode potential of −0.400V (versus SHE). BESs were oper- ated in the dark at a constant temperature of 30 ± 1 ◦ C. During the BES start-up period, 1.5 mL glucose (6 mM final concentration) was added every second day to the cathode compartments based on fast glucose consumption rates within two days. Addition of glucose was stopped on day 14 of BESs operation when uptake of current started. The pH was checked and adjusted if needed using phos- phate buffers. Current densities were calculated as J = I/Acat , where J is the current density, I is current, ACat is cathode surface area. Power densities were calculated using Pcat = IEcell /Acat , where PCat is current density and ECell is the cell potential. Statistical calculations are based on ̨ = 0.05. All potential values are reported versus SHE.Z. Zaybak et al. / Journal of Biotechnology 168 (2013) 478–485 479
การแปล กรุณารอสักครู่..
นอกเหนือจากไฮโดรเจนและ / หรือสารอินทรีย์ (เกรกอรี่ et al, 2004;. Jeremiasse et al, 2012;.. Villano et al, 2011) หนึ่งในวิธีการที่นำมาใช้เป็นครั้งแรกผกผันไฟฟ้าของ odes bioan- exoelectrogenic เลี้ยงด้วยไฮโดรเจนที่จะได้รับ biocathodes ไฮโดรเจนการพัฒนาอยู่บนพื้นฐานของ reversibility ของ hydrogenases (Rozendal et al., 2008) วิธีการนี้จำเป็นต้องมีการใช้งานของ ferricyanide ไม่หมุนเวียนเป็น catholyte และ ferrocyanide เป็น anolyte วิธีการที่แตกต่างกันผกผันถูกนำมาใช้เพื่อให้ได้ biocathodes สำหรับการลดออกซิเจนอยู่บนพื้นฐานของ inverting ขั้วของบีอีเอสที่ซ้ำแล้วซ้ำอีกโดยใช้สถิติ potentio- และสลับการสัมผัสของไบโอฟิล์มขั้วออกซิเจนและนอกเหนือจากอะซิเตท (Cheng et al., 2010) วิธีการที่คล้ายกันถูกนำมาใช้เพื่อสร้าง biocathode มีเทนเป็นระยะ ๆ โดยการเปลี่ยนขั้วของขั้วบวกและขั้วลบโดยใช้สแต็คของดิสก์ rotat- สามารถนำไฟฟ้าที่เป็นครึ่งหนึ่งจมอยู่ในน้ำเสียและครึ่งหนึ่งสัมผัสกับก๊าซ headspace (Cheng et al., 2011) เมื่อเร็ว ๆ นี้เซลล์เชื้อเพลิงจุลินทรีย์ตะกอน (sMFC) เทคนิคการผกผันขั้วไฟฟ้าถูกพัฒนาขึ้นเพื่ออำนวยความสะดวกในการเพิ่มคุณค่าของการใช้ออกซิเจนแบคทีเรีย electrogenic exo- จากตะกอนที่ต่อมาเลือกสำหรับแบคทีเรีย electrotrophic โดยการผกผันของขั้วบวก sMFC เป็นแคโทดชีวภาพ (Pisciotta et al., 2012) วิธีการเหล่านี้ก่อนหน้านี้สำหรับการจัดตั้ง biocathodes ออกซิเจนมีความซับซ้อนและใช้เวลานานหลายขั้นตอนขั้นตอน.
วิธีการเฉพาะที่นี่ได้รับการพัฒนาเพื่อเร่งการเริ่มต้นขึ้นจากที่ไม่อาศัยออกซิเจน autotrophic biocathodes ขึ้นอยู่กับ het- erotrophic ก่อนการตกแต่ง แบคทีเรีย Acetogenic จะสามารถลด CO2 กับ H2 เข้าไปในอะซิเตทและสารอินทรีย์อื่น ๆ โดย utiliz- ไอเอ็นจีลดลง acetyl-CoA (ไม้ LJUNGDAHL) ทางเดินและเพิ่งได้รับการแสดงที่จะแปลง CO2 กลายเป็นสารประกอบอินทรีย์ในบีอีเอสโดยการเปลี่ยนไฮโดรเจนกับแคโทดเป็น พลังงานและแหล่งที่มาการไฟฟ้าตรอน (Berg, 2011; Drake et al, 2008;.. Nevin et al, 2010) การศึกษาวัฒนธรรมบริสุทธิ์ที่มี acetogens เลือกรวมทั้งเอสพีพี Sporomusa และ Clostridium spp ได้แสดงให้เห็นกิจกรรม electrotrophic (Nevin et al, 2011, 2010;.. เพลง et al, 2011) มันจึง hypoth- esized เพิ่มคุณค่าของเหล่านี้และจุลินทรีย์ที่เกี่ยวข้องในเบสที่จะเลือกสำหรับ electrotrophs autotrophic facultatively ใหม่สำหรับการสังเคราะห์ทางชีวเคมีหรือเชื้อเพลิงชีวภาพ ขึ้นอยู่กับ PHY autotro- ตามอำเภอใจของ acetogens ขั้นตอนการตกแต่งก่อนได้รับการพัฒนาที่ถูกเชื้อแบคทีเรียอุดมแรก heterotrophically ในกลูโคส (Berg, 2011. Drake et al, 2008) หลังจากที่เพิ่มคุณค่าก่อน heterotrophic และเคยชินกับสภาพของวัฒนธรรมอุดมไปบีอีเอสที่ก๊าซคาร์บอนไดออกไซด์ถูกจัดให้เป็นรับอิเล็กตรอน แต่เพียงผู้เดียวและแหล่งคาร์บอนเพื่อเลือกสำหรับจุลินทรีย์ที่สามารถที่จะเปลี่ยนจากการเผาผลาญอาหาร heterotrophic autotrophic (รูปที่ 1). วิธีนี้จะให้เฉพาะเป็นวิธีที่ง่ายที่จะแยกเชื้อเพลิงชีวภาพหรือทางชีวเคมี electrotrophs การผลิตจากแหล่งเชื้อต่างๆ ขั้นตอนนี้ยังอาจจัดให้มีวิธีการทั่วไปโดยที่เชื้อจุลินทรีย์ที่มีความสามารถเผาผลาญเฉพาะสามารถผสานการใช้ผู้บริจาคอิเล็กตรอนต่างๆและ / หรือพื้นผิวสำหรับการพัฒนาของ biocathodes เพาะกายเฉพาะ (รูป. S1).
Na2 S · 9H2 O, 8 กรัม / ลิตร NaHCO3 เสริม 10 มิลลิลิตร / ลิตรแก้ปัญหาแร่ธาตุ (SL10) (Atlas 2010) นอกจากนี้ 2mL ของวูล์ฟ vita- นาทีวิธีการแก้ปัญหา (Wolin et al., 1963) 2 การแก้ปัญหาน้ำตาลในมิลลิลิตร (จาก 1 M หุ้น) และ 2 มิลลิลิตรโซเดียม-2-bromoethane-ซัลโฟเนต (จาก 500 มิลลิแก้ปัญหาสต็อกที่จะยับยั้งการเจริญเติบโต ของ methanogens) (Chae et al, 2010;. Zehnder และบร็อค, 1980. Zinder et al, 1984) ได้รับการฉีดเข้าไปในแต่ละเซรั่มขวดปิดผนึกด้วยจุกยางบิวทิล (แก้ว Chem-, ไวน์แลนด์, นิวเจอร์ซีย์) และอลูมิเนียมจีบด้านบน . ต่อมาได้รับการ headspace degassed เป็นเวลา 10 นาทีกับการฆ่าเชื้อ N2: CO2 ก๊าซผสม (80:20, v / v) พีเอชรอบชิงชนะเลิศที่จะมีการปรับ 7.3 วัฒนธรรมการเพิ่มปริมาณถูกบ่มในที่มืดที่30◦Cและตื่นเต้นในเครื่องปั่น (125 รอบต่อนาที) หลังจากบ่ม 7 วัน, 20 มลของตกแต่ง cul- ture ถูกนำมาใช้ในการฉีดวัคซีนขวดเซรั่มใหม่ที่มีขนาดกลาง 80 มลฐานสดแบบไม่ใช้ออกซิเจน แต่ละขวดเซรั่ม 2mL vita- นาทีกลูโคส 2 มิลลิลิตรและ 1 มิลลิลิตรโซเดียม-2-bromoethane-ซัลโฟเนตถูกเสริมจากการแก้ปัญหาดังกล่าวข้างต้นหุ้น ตูเรส Cul- ถูกบ่มภายใต้เงื่อนไขเดียวกันอีกสัปดาห์.
2.2 การก่อสร้างและการดำเนินงานบีอีเอสสองห้อง H-ประเภทเบสที่ถูกสร้างขึ้นจากสอง 250 มิลลิลิตรขวดแต่ละสื่อร่วมกันกับหลอดแก้ว (เส้นผ่าศูนย์กลาง 2.5 ซม. ยาว 4.5 ซม 325 มิลลิลิตรปริมาณรวมของแต่ละห้องรัฐเพนน์การประชุมเชิงปฏิบัติการแก้วมหาวิทยาลัย สวน PA)
ทั้งสอง Bers cham- ถูกคั่นด้วยเมมเบรนแลกเปลี่ยนประจุบวกก่อนได้รับรังสี (Nafion 117, ดูปองท์, นวร์ก, DE) ตามที่อธิบายไว้ก่อนหน้านี้ (โอ้และโลแกน, 2006. Rezaei et al, 2008) ไฟฟ้าเป็นคาร์บอนแท่งใย (ความยาว 7.5 ซม. ขนาดเส้นผ่าศูนย์กลาง 0.6 ซม 0.00147 m2 พื้นที่ผิว; McMaster-คาร์) ขัดใช้กระดาษทราย (กรวดประเภท 400) และได้รับการรักษาใน 1 M HCl ข้ามคืนตามที่อธิบายไว้ก่อน (โทรออกและโลแกน 2011) . ลวดไทเทเนียม (0.06 ซม. เส้นผ่าศูนย์กลาง; McMaster-คาร์) ถูกตัดให้มีความยาว 12 เซนติเมตรและขัดด้วยกระดาษทราย (อลูมิเนียมออกไซด์; 3M, เซนต์ปอล, มินนิโซตา) เพื่อเอาชั้นออกไซด์ใด ๆ และติดอยู่กับแท่งคาร์บอน (โทรออกและโลแกน 2011) ลวดขั้วไฟฟ้าที่ถูกเกลียวผ่าน stoppers ยางและเบาพร้อมกับเครื่องปฏิกรณ์เต็มไปด้วยน้ำ DI และต่อยอดอย่างอิสระที่มีฝาปิด ขั้วไฟฟ้าอ้างอิง (Ag / AgCl, RE-5B ระบบ Bioanalytical, Inc .; อี (Ag / AgCl) = E (SHE) -0.211V) (Tokash และโลแกน 2011) ถูกตรวจสอบความถูกต้องผ่านการฆ่าเชื้อด้วย 70% (V / v) เอทานอลในตู้ไหลเวียนของอากาศราบเรียบและเกลียว stoppers ผ่านการฆ่าเชื้อที่ติดกับขั้วไฟฟ้ายับยั้งศีลธรรมสำหรับการเป็นอิเล็กโทรดที่ทำงาน (แคโทด) อบนึ่งฆ่าเชื้อเครื่องปฏิกรณ์สองห้องถูกปิดด้วยจุกติดกับขั้วไฟฟ้าที่เกี่ยวข้องสำหรับขั้วลบและขั้วบวกห้องและโอนเข้ามาในห้องเพาะกาย COY จากนั้น 200 มิลลิลิตรแบบไม่ใช้อากาศเตรียมกลางฐานฆ่าเชื้อ (ดูด้านบน) เสริมด้วย 2 มิลลิลิตร / ลิตรวิธีการแก้ปัญหาและวิตามิน 2 มิลลิลิตร / ลิตรโซเดียม-2- แก้ปัญหา bromoethane-ซัลโฟเนต (1 มิลลิความเข้มข้นสุดท้าย) ถูกเพิ่มเข้าไปในแต่ละห้องบีอีเอส ห้องทั้งสองได้รับเชื้อโดยนอกเหนือจาก 50 มลวัฒนธรรมก่อนอุดม (ปริมาตรทำงาน = 250 มิลลิลิตร; headspace = 75 มิลลิลิตร) (. รูปที่ 1) headspace ของทุกห้องได้รับการล้างเครื่องปฏิกรณ์ที่มีการฆ่าเชื้อ N2: CO2 ก๊าซผสม (80:20, v / v) สำหรับ 15 นาทีเพื่อให้ CO2 สำหรับการตรวจวัดและ chronoamperometric chronocoulometric เบสถูกเชื่อมต่อกับ potentiostat (รูปแบบ MPG2; Bio-ตรรกะ - วิทยาศาสตร์เครื่องมือ, เคลซ์, ฝรั่งเศส) โดยการใช้ศักยภาพของ -0.400V แคโทด (เมื่อเทียบกับ SHE) เบสเป็นฮ๊อบ ated ในที่มืดที่อุณหภูมิคงที่ 30 ± 1 ◦ซีในช่วงระยะเวลาเริ่มต้นขึ้นบีอีเอสกลูโคส 1.5 ml (6 มิลลิความเข้มข้นสุดท้าย) ได้เพิ่มทุกวันที่สองไปยังช่องแคโทดขึ้นอยู่กับการบริโภคน้ำตาลกลูโคสอย่างรวดเร็ว อัตราการภายในสองวัน การเพิ่มขึ้นของระดับน้ำตาลก็หยุดในวันที่ 14 ของการดำเนินงานเบสเมื่อดูดซึมของปัจจุบันเริ่มต้น ค่าพีเอชได้รับการตรวจสอบและปรับถ้าจำเป็นใช้บัฟเฟอร์ phos- phate ความหนาแน่นปัจจุบันถูกคำนวณเป็น J = I / Acat ที่ J คือความหนาแน่นกระแสผมเป็นปัจจุบัน ACAT เป็นพื้นที่ผิวแคโทด ความหนาแน่นของพลังงานนี้จะถูกคำนวณโดยใช้ PCAT = IEcell / Acat ที่ PCAT คือความหนาแน่นในปัจจุบันและ ECell ศักยภาพของเซลล์ การคำนวณทางสถิติจะขึ้นอยู่กับ̨ = 0.05 ค่าที่อาจเกิดขึ้นทั้งหมดจะมีการรายงานเมื่อเทียบกับ SHE.
ซี Zaybak et al, / วารสารเทคโนโลยีชีวภาพ 168 (2013) 478-485 479
วิธีการเฉพาะที่นี่ได้รับการพัฒนาเพื่อเร่งการเริ่มต้นขึ้นจากที่ไม่อาศัยออกซิเจน autotrophic biocathodes ขึ้นอยู่กับ het- erotrophic ก่อนการตกแต่ง แบคทีเรีย Acetogenic จะสามารถลด CO2 กับ H2 เข้าไปในอะซิเตทและสารอินทรีย์อื่น ๆ โดย utiliz- ไอเอ็นจีลดลง acetyl-CoA (ไม้ LJUNGDAHL) ทางเดินและเพิ่งได้รับการแสดงที่จะแปลง CO2 กลายเป็นสารประกอบอินทรีย์ในบีอีเอสโดยการเปลี่ยนไฮโดรเจนกับแคโทดเป็น พลังงานและแหล่งที่มาการไฟฟ้าตรอน (Berg, 2011; Drake et al, 2008;.. Nevin et al, 2010) การศึกษาวัฒนธรรมบริสุทธิ์ที่มี acetogens เลือกรวมทั้งเอสพีพี Sporomusa และ Clostridium spp ได้แสดงให้เห็นกิจกรรม electrotrophic (Nevin et al, 2011, 2010;.. เพลง et al, 2011) มันจึง hypoth- esized เพิ่มคุณค่าของเหล่านี้และจุลินทรีย์ที่เกี่ยวข้องในเบสที่จะเลือกสำหรับ electrotrophs autotrophic facultatively ใหม่สำหรับการสังเคราะห์ทางชีวเคมีหรือเชื้อเพลิงชีวภาพ ขึ้นอยู่กับ PHY autotro- ตามอำเภอใจของ acetogens ขั้นตอนการตกแต่งก่อนได้รับการพัฒนาที่ถูกเชื้อแบคทีเรียอุดมแรก heterotrophically ในกลูโคส (Berg, 2011. Drake et al, 2008) หลังจากที่เพิ่มคุณค่าก่อน heterotrophic และเคยชินกับสภาพของวัฒนธรรมอุดมไปบีอีเอสที่ก๊าซคาร์บอนไดออกไซด์ถูกจัดให้เป็นรับอิเล็กตรอน แต่เพียงผู้เดียวและแหล่งคาร์บอนเพื่อเลือกสำหรับจุลินทรีย์ที่สามารถที่จะเปลี่ยนจากการเผาผลาญอาหาร heterotrophic autotrophic (รูปที่ 1). วิธีนี้จะให้เฉพาะเป็นวิธีที่ง่ายที่จะแยกเชื้อเพลิงชีวภาพหรือทางชีวเคมี electrotrophs การผลิตจากแหล่งเชื้อต่างๆ ขั้นตอนนี้ยังอาจจัดให้มีวิธีการทั่วไปโดยที่เชื้อจุลินทรีย์ที่มีความสามารถเผาผลาญเฉพาะสามารถผสานการใช้ผู้บริจาคอิเล็กตรอนต่างๆและ / หรือพื้นผิวสำหรับการพัฒนาของ biocathodes เพาะกายเฉพาะ (รูป. S1).
Na2 S · 9H2 O, 8 กรัม / ลิตร NaHCO3 เสริม 10 มิลลิลิตร / ลิตรแก้ปัญหาแร่ธาตุ (SL10) (Atlas 2010) นอกจากนี้ 2mL ของวูล์ฟ vita- นาทีวิธีการแก้ปัญหา (Wolin et al., 1963) 2 การแก้ปัญหาน้ำตาลในมิลลิลิตร (จาก 1 M หุ้น) และ 2 มิลลิลิตรโซเดียม-2-bromoethane-ซัลโฟเนต (จาก 500 มิลลิแก้ปัญหาสต็อกที่จะยับยั้งการเจริญเติบโต ของ methanogens) (Chae et al, 2010;. Zehnder และบร็อค, 1980. Zinder et al, 1984) ได้รับการฉีดเข้าไปในแต่ละเซรั่มขวดปิดผนึกด้วยจุกยางบิวทิล (แก้ว Chem-, ไวน์แลนด์, นิวเจอร์ซีย์) และอลูมิเนียมจีบด้านบน . ต่อมาได้รับการ headspace degassed เป็นเวลา 10 นาทีกับการฆ่าเชื้อ N2: CO2 ก๊าซผสม (80:20, v / v) พีเอชรอบชิงชนะเลิศที่จะมีการปรับ 7.3 วัฒนธรรมการเพิ่มปริมาณถูกบ่มในที่มืดที่30◦Cและตื่นเต้นในเครื่องปั่น (125 รอบต่อนาที) หลังจากบ่ม 7 วัน, 20 มลของตกแต่ง cul- ture ถูกนำมาใช้ในการฉีดวัคซีนขวดเซรั่มใหม่ที่มีขนาดกลาง 80 มลฐานสดแบบไม่ใช้ออกซิเจน แต่ละขวดเซรั่ม 2mL vita- นาทีกลูโคส 2 มิลลิลิตรและ 1 มิลลิลิตรโซเดียม-2-bromoethane-ซัลโฟเนตถูกเสริมจากการแก้ปัญหาดังกล่าวข้างต้นหุ้น ตูเรส Cul- ถูกบ่มภายใต้เงื่อนไขเดียวกันอีกสัปดาห์.
2.2 การก่อสร้างและการดำเนินงานบีอีเอสสองห้อง H-ประเภทเบสที่ถูกสร้างขึ้นจากสอง 250 มิลลิลิตรขวดแต่ละสื่อร่วมกันกับหลอดแก้ว (เส้นผ่าศูนย์กลาง 2.5 ซม. ยาว 4.5 ซม 325 มิลลิลิตรปริมาณรวมของแต่ละห้องรัฐเพนน์การประชุมเชิงปฏิบัติการแก้วมหาวิทยาลัย สวน PA)
ทั้งสอง Bers cham- ถูกคั่นด้วยเมมเบรนแลกเปลี่ยนประจุบวกก่อนได้รับรังสี (Nafion 117, ดูปองท์, นวร์ก, DE) ตามที่อธิบายไว้ก่อนหน้านี้ (โอ้และโลแกน, 2006. Rezaei et al, 2008) ไฟฟ้าเป็นคาร์บอนแท่งใย (ความยาว 7.5 ซม. ขนาดเส้นผ่าศูนย์กลาง 0.6 ซม 0.00147 m2 พื้นที่ผิว; McMaster-คาร์) ขัดใช้กระดาษทราย (กรวดประเภท 400) และได้รับการรักษาใน 1 M HCl ข้ามคืนตามที่อธิบายไว้ก่อน (โทรออกและโลแกน 2011) . ลวดไทเทเนียม (0.06 ซม. เส้นผ่าศูนย์กลาง; McMaster-คาร์) ถูกตัดให้มีความยาว 12 เซนติเมตรและขัดด้วยกระดาษทราย (อลูมิเนียมออกไซด์; 3M, เซนต์ปอล, มินนิโซตา) เพื่อเอาชั้นออกไซด์ใด ๆ และติดอยู่กับแท่งคาร์บอน (โทรออกและโลแกน 2011) ลวดขั้วไฟฟ้าที่ถูกเกลียวผ่าน stoppers ยางและเบาพร้อมกับเครื่องปฏิกรณ์เต็มไปด้วยน้ำ DI และต่อยอดอย่างอิสระที่มีฝาปิด ขั้วไฟฟ้าอ้างอิง (Ag / AgCl, RE-5B ระบบ Bioanalytical, Inc .; อี (Ag / AgCl) = E (SHE) -0.211V) (Tokash และโลแกน 2011) ถูกตรวจสอบความถูกต้องผ่านการฆ่าเชื้อด้วย 70% (V / v) เอทานอลในตู้ไหลเวียนของอากาศราบเรียบและเกลียว stoppers ผ่านการฆ่าเชื้อที่ติดกับขั้วไฟฟ้ายับยั้งศีลธรรมสำหรับการเป็นอิเล็กโทรดที่ทำงาน (แคโทด) อบนึ่งฆ่าเชื้อเครื่องปฏิกรณ์สองห้องถูกปิดด้วยจุกติดกับขั้วไฟฟ้าที่เกี่ยวข้องสำหรับขั้วลบและขั้วบวกห้องและโอนเข้ามาในห้องเพาะกาย COY จากนั้น 200 มิลลิลิตรแบบไม่ใช้อากาศเตรียมกลางฐานฆ่าเชื้อ (ดูด้านบน) เสริมด้วย 2 มิลลิลิตร / ลิตรวิธีการแก้ปัญหาและวิตามิน 2 มิลลิลิตร / ลิตรโซเดียม-2- แก้ปัญหา bromoethane-ซัลโฟเนต (1 มิลลิความเข้มข้นสุดท้าย) ถูกเพิ่มเข้าไปในแต่ละห้องบีอีเอส ห้องทั้งสองได้รับเชื้อโดยนอกเหนือจาก 50 มลวัฒนธรรมก่อนอุดม (ปริมาตรทำงาน = 250 มิลลิลิตร; headspace = 75 มิลลิลิตร) (. รูปที่ 1) headspace ของทุกห้องได้รับการล้างเครื่องปฏิกรณ์ที่มีการฆ่าเชื้อ N2: CO2 ก๊าซผสม (80:20, v / v) สำหรับ 15 นาทีเพื่อให้ CO2 สำหรับการตรวจวัดและ chronoamperometric chronocoulometric เบสถูกเชื่อมต่อกับ potentiostat (รูปแบบ MPG2; Bio-ตรรกะ - วิทยาศาสตร์เครื่องมือ, เคลซ์, ฝรั่งเศส) โดยการใช้ศักยภาพของ -0.400V แคโทด (เมื่อเทียบกับ SHE) เบสเป็นฮ๊อบ ated ในที่มืดที่อุณหภูมิคงที่ 30 ± 1 ◦ซีในช่วงระยะเวลาเริ่มต้นขึ้นบีอีเอสกลูโคส 1.5 ml (6 มิลลิความเข้มข้นสุดท้าย) ได้เพิ่มทุกวันที่สองไปยังช่องแคโทดขึ้นอยู่กับการบริโภคน้ำตาลกลูโคสอย่างรวดเร็ว อัตราการภายในสองวัน การเพิ่มขึ้นของระดับน้ำตาลก็หยุดในวันที่ 14 ของการดำเนินงานเบสเมื่อดูดซึมของปัจจุบันเริ่มต้น ค่าพีเอชได้รับการตรวจสอบและปรับถ้าจำเป็นใช้บัฟเฟอร์ phos- phate ความหนาแน่นปัจจุบันถูกคำนวณเป็น J = I / Acat ที่ J คือความหนาแน่นกระแสผมเป็นปัจจุบัน ACAT เป็นพื้นที่ผิวแคโทด ความหนาแน่นของพลังงานนี้จะถูกคำนวณโดยใช้ PCAT = IEcell / Acat ที่ PCAT คือความหนาแน่นในปัจจุบันและ ECell ศักยภาพของเซลล์ การคำนวณทางสถิติจะขึ้นอยู่กับ̨ = 0.05 ค่าที่อาจเกิดขึ้นทั้งหมดจะมีการรายงานเมื่อเทียบกับ SHE.
ซี Zaybak et al, / วารสารเทคโนโลยีชีวภาพ 168 (2013) 478-485 479
การแปล กรุณารอสักครู่..
นอกจากนี้ ไฮโดรเจน และ / หรือ สารอินทรีย์ ( Gregory et al . , 2004 ; jeremiasse et al . , 2012 ; villano et al . , 2011 ) หนึ่งในวิธีแรก คือ การใช้ไฟฟ้าของ exoelectrogenic bioan - บทกวีที่ได้รับการพัฒนาเพื่อให้ได้ไฮโดรเจน ไฮโดรเจน biocathodes ขึ้นอยู่กับกลับด้านของ hydrogenases ( rozendal et al . , 2008 )วิธีนี้ไม่ต้องใช้พลังงานทดแทนและเฟอร์ริกไซนาไนด์เป็นคาโทไลท์เฟอร์โรไซยาเนทเป็นอะโนไลท์ . วิธีการผกผันที่แตกต่างกันถูกใช้เพื่อขอรับ biocathodes ลดออกซิเจนตามกลับหัวขั้วของคนซ้ำโดยการใช้ potentio - Stat โดยสลับขั้วไฟฟ้าฟิล์มกับออกซิเจนและการเพิ่มของอะซิเตต ( เฉิง et al . , 2010 )วิธี ที่คล้ายกันถูกนำมาใช้เพื่อสร้าง biocathode มีเทน โดยสลับเป็นระยะ ๆ ขั้วของขั้วบวกและขั้วลบ โดยใช้กอง rotat - สามารถนำดิสก์ที่ถูกแช่อยู่ในน้ำครึ่งหนึ่งและครึ่งหนึ่งถูกเฮดสเปซแก๊ส ( เฉิง et al . , 2011 ) เมื่อเร็วๆ นี้
การแปล กรุณารอสักครู่..
ภาษาอื่น ๆ
การสนับสนุนเครื่องมือแปลภาษา: กรีก, กันนาดา, กาลิเชียน, คลิงออน, คอร์สิกา, คาซัค, คาตาลัน, คินยารวันดา, คีร์กิซ, คุชราต, จอร์เจีย, จีน, จีนดั้งเดิม, ชวา, ชิเชวา, ซามัว, ซีบัวโน, ซุนดา, ซูลู, ญี่ปุ่น, ดัตช์, ตรวจหาภาษา, ตุรกี, ทมิฬ, ทาจิก, ทาทาร์, นอร์เวย์, บอสเนีย, บัลแกเรีย, บาสก์, ปัญจาป, ฝรั่งเศส, พาชตู, ฟริเชียน, ฟินแลนด์, ฟิลิปปินส์, ภาษาอินโดนีเซี, มองโกเลีย, มัลทีส, มาซีโดเนีย, มาราฐี, มาลากาซี, มาลายาลัม, มาเลย์, ม้ง, ยิดดิช, ยูเครน, รัสเซีย, ละติน, ลักเซมเบิร์ก, ลัตเวีย, ลาว, ลิทัวเนีย, สวาฮิลี, สวีเดน, สิงหล, สินธี, สเปน, สโลวัก, สโลวีเนีย, อังกฤษ, อัมฮาริก, อาร์เซอร์ไบจัน, อาร์เมเนีย, อาหรับ, อิกโบ, อิตาลี, อุยกูร์, อุสเบกิสถาน, อูรดู, ฮังการี, ฮัวซา, ฮาวาย, ฮินดี, ฮีบรู, เกลิกสกอต, เกาหลี, เขมร, เคิร์ด, เช็ก, เซอร์เบียน, เซโซโท, เดนมาร์ก, เตลูกู, เติร์กเมน, เนปาล, เบงกอล, เบลารุส, เปอร์เซีย, เมารี, เมียนมา (พม่า), เยอรมัน, เวลส์, เวียดนาม, เอสเปอแรนโต, เอสโทเนีย, เฮติครีโอล, แอฟริกา, แอลเบเนีย, โคซา, โครเอเชีย, โชนา, โซมาลี, โปรตุเกส, โปแลนด์, โยรูบา, โรมาเนีย, โอเดีย (โอริยา), ไทย, ไอซ์แลนด์, ไอร์แลนด์, การแปลภาษา.
- Effect of long-term application of inorg
- ค่าจ้างเหมาบริการ
- Glucose isomerase (GI) from Streptomyces
- ขอข้อมูลรายการระหว่างกัน สำหรับไตรมาสที่
- extensive
- 打点後
- Effect of long-term application of inorg
- Activities carried out by logistics prov
- rate
- ฉันไม่มีเวลาที่จะตรวจเช็ค
- ฉันทำใจไม่ได้เลย ทุกวันนี้ก็ยังร้องไห้หา
- Table 1. Strategic planner key skills, v
- ถูกคุมคาม
- Harmful
- วัคซีนสามารถป้องกันโรคได้
- Harmful
- พูดตรงๆเลยนะ
- วัคซีนสามารถป้องกันโรคได้
- It is a classic temptation in education
- in HR planning anddevelopment in mid to
- ฉันกำลังเลือกรายการอาหาร หากได้แล้วจะแจ้
- when something that you are doing or mak
- คนที่มีหนังสือพิมพ์สามรถนำไปใช้ได้
- I'm solitary more
