3. Discussion In this work, salt st

3. Discussion
In this work, salt stress effects were investigated over daytime, in all tomato tissues examined and under varying nitrate regimes in order to better specify the salt-induced changes. We found that a 10 days treatment of plants by NaCl led to the appearance of salt sensitivity symptoms that were more perceived in the leaves. In both HN and LN media, plant DW production, leaf soluble protein contents and leaf surface were decreased by salinity (Fig. 1A, C). The N enzymes were highly regulated by the nitrate regime and exhibited tissuespecific diurnal changes in response to NaCl stress.

3.1. Reduction of nitrate to ammonium
Under NaCl stress, the maximum activity of nitrate reduction in the leaves was impaired to a higher extent in LN (80%) than in HN plants (60%) (Fig. 2A, B). A similar inhibition by NaCl at 100 mM was found in the leaves of cashew [45], maize [1] and sugar beet [20]. It can be assumed that lower NRA obtained in LN under NaCl stress was due to a low availability of NO3–. Indeed, NaCl was shown to impair nitrate loading into root xylem [41], and nitrate translocation to shoots [22]. Their inhibition determines the nitrate availability at the enzyme reduction site [5]. High nitrate supply may enable a sufficient nitrate accumulation into vacuoles, which could alleviate the salt effects on the nitrate availability.
The NRA was rapidly modulated in the leaves and stemspetioles during the day/night transition. NR is inactivated by
binding of the 14-3-3 protein to the phosphorylated protein that occurs in the dark [23,30]. NR is activated in the light
by dephosphorylation and/or by a stimulation of “de novo” NR protein production [23,24]. The NRAmax correlated with
the highest NR activation state in the control plants. The NaCl treatments inhibited the NRA and shifted the timing of the NR activation state during the day/night cycle. It can be supposed that the NRA inhibition was related to NR enzyme inactivation by NaCl since the NRA inhibition was associated with a decrease of the NR activation state in the leaves and stemspetioles from both HN and LN plants (Fig. 2A, B). However,during second part of light period and the night period, the NRA decreased in the leaves and stems-petioles despite the enhancement of NR activation state by NaCl. Alternatively, it can be hypothesized that the NRA inhibition was due to a decrease in the NR protein production, or to NR degradation by salt. NR inactivation under salinity was related to the stomata closure [26,42], or a reduction of NR half life [25]. The NRA induction by NaCl in the roots can be attributed to the NR activation state increase (Fig. 2A, B). Allègre et al. [3] showed that NRA increase in the roots under anoxia was due to NR activation through dissociation of the 14-3-3 inhibitor and the phosphorylated NR protein. In all plant tissues, NiRA was unchanged during the dark to light cycle (data not shown). To our knowledge, no diurnal changes were mentioned in the literature for the NiRA. It seems that constant and high NiRA relative to the NRA during day/night cycle ensures a sufficient detoxification of nitrites ions. This was also in accordance with the lower sensitivity of NiR than NR to the salt stress (Fig. 2 and Table 1). As for NRA, we found that NiRA was more decreased by NaCl in LN than in HN plant leaves (Table 1). This may suggest that NR and NiR in leaves are coordinated and that their response to salinity is regulated by the external nitrate supply.

3.2. Ammonium assimilation
Ammonium produced by the NRA/NiRA or from other origins (soil solution, photorespiration, protein turnover, dinitrogen fixation) is incorporated into amino acids by transferring ammonium to glutamate to form glutamine. Only the plastid GS isoform (GS2) was present in tomato leaves (Fig. 4A). GS activity was inhibited by NaCl in the leaves and stemspetioles, while it was stimulated in the roots from HN and LN plants (Fig. 3A, B). Similar results were reported by Cramer et al. [13]; they obtained a twofold increase in the GS activity in tomato roots under salinity. GS activity was also
creased in tomato roots when subjected to cadmium stress; this was related to the induction of the cytosolic GS (GS1)
protein and transcripts [10]. It was shown that the stimulation of GS activity could supply glutamate for proline synthesis
under salinity [7,35,40]. The GS activity increase by NaCl was proposed by Chandra et al. [11], as a biochemical trait of
salt tolerance. The inhibition of GS activity in the leaves was not strictly correlated with the changes in GS2 protein levels during the day/night cycle. For instance, the high inhibition of GS activity (Fig. 3A) corresponded to only the small decrease in the GS2 protein level (17%) in HN plants (Fig. 4A). Similarly, although GS2 protein content was about twofold higher in the leaves from HN than from LN plants (Fig. 4A, B), we obtained a comparable leaf GS activity. Moreover, GS activity was less affected by NaCl in LN than HN plant leaves (Fig. 3A, B). These findings indicate that GS activity is subjected to a post-translational regulation. Several lines of evidence indicate that the GS2 activity is modulated by redox changes within two cysteine residues involved in enzyme activation [31]. The oxidative stress induced by salinity may have an effect on photosynthetic electron flux for GS2 activation [12]. We assume that GS is exposed to post-translational inactivation by oxidative stress to a higher extent in HN plants than in LN plants. Hydrogen peroxide (H2O2) and other active oxygen species are produced during normal growth conditions, and rapidly eliminated by peroxisomal catalase and ascorbate peroxidase. When plants are grown under high nitrate supply, the growth rate increases as peroxisomal catalase and ascorbate peroxidase become unable to neutralize excess of H2O2 generated by salt stress [17,38]. Consequently, GS in the leaves from HN tomatoes is exposed to an excess of H2O2. Hydrogen peroxide (H2O2) reacts with ferrous iron in the Fenton reaction producing hydroxyl radicals (●OH) which in turn react with histidine residues to produce oxidized GS enzyme, inactive and vulnerable to proteolysis [28,34]. Fd-GOGAT was inhibited by salinity in the leaves from HN plants (Fig. 3A). However opposite results were reported in a tomato leaves by Berteli et al. [7]. The inhibition of Fd-GOGAT activity was associated with the decrease in Fd-GOGAT protein (Fig. 4C). In the light phase, Fd-GOGAT activity was regulated by its protein levels. However, in the dark phase, Fd-GOGAT activity decreased despite a high level of enzyme protein. Fd-GOGAT in darkness is likely limited by lower levels of reduced ferredoxin for the enzymatic reaction.

3.3. Glutamate metabolism
In spite of numerous studies, it is unclear whether GDH catalyzes the amination of 2-oxoglutarate with ammonium to
produce glutamate or the deamination of glutamate to form 2-
oxoglutarate, ammonium and NADH. When plants were grown in high nitrate, the deaminating activity predominated the aminating activity in the leaves (Table 2). This supports the production of 2-oxoglutarate for ammonium assimilation via the GS/GOGAT cycle. However, under low nitrate GDH had higher aminating activity in all tissues (Fig. 5), and NaCl
further induced the aminating activity in both HN and LN tissues (Fig. 5). This suggests that glutamate may be produced
under salinity and/or nitrogen deficiency to insure the stress related nitrogenous compounds production [39]. Moreover,
the aminating GDH activity may be considered as an alternative pathway of ammonium assimilation when GS and
GOGAT activities were inhibited in the leaves (Fig. 3A), while no ultimate evidence for in vivo glutamate synthesis by
GDH is available [9]. On the other hand, NaCl stress induced the deaminating activity in the leaves and roots from LN plants. The enhancement of 2-oxoglutarate synthesis via deaminating GDH activity was generally observed under carbon limitation [6,37]. In LN plants treated by NaCl, there is probably a high demand to obtain carbon from amino acids to feed into the TCA cycle. In this case, NAD-GDH contributes to the replenishment of 2-oxoglutarate for the TCA, which in turn will provide carbon skeletons, reducing powers and energy (NADH, ATP). Furthermore, ammonium released from glutamate oxidation via NAD-GDH activity can subsequently be used for the conversion of aspartate to asparagine under carbon starvation [18]. The carbon limitation in LN plants tissues may result from the reduced leaf surface (Fig. 1A). Also, the low nitrate supply decreased the rate of N and C metabolism. It can be hypothesized that the increasing demand in 2-oxoglutarate was due to an inhibition by NaCl of the overall 2-oxoglutarate biosynthesis, including via isocitrate dehydrogenase and/or the aspartate aminotransferases. Therefore, the fast modulation of the GDH pathway by N availability and/or NaCl stress found in all plant tissues, advocates an important role of this enzyme in the recycling
of N and C compounds (glutamate and 2-oxoglutarate).

ผลลัพธ์ (ไทย) 1:

3. สนทนา ในงานนี้ ผลกระทบของความเครียดเกลือถูกสอบสวนมากกว่าเวลากลางวัน ในเนื้อเยื่อมะเขือเทศทั้งหมดที่ตรวจสอบ และไนเตรตปกครองระบอบที่แตกต่างกันเพื่อระบุการเปลี่ยนแปลงที่เกิดจากเกลือดีกว่า เราพบว่า รักษา 10 วันของพืชโดย NaCl นำไปสู่ลักษณะของอาการไวเกลือที่ถูกมองเห็นในใบมากขึ้น ในสื่อทั้ง HN และ LN ผลิตพืช DW เนื้อหาโปรตีนละลายน้ำใบ และผิวใบได้ลดลง โดยเค็ม (Fig. 1A, C) เอนไซม์ N สูงถูกควบคุม โดยระบอบไนเตรต และจัดแสดงแปลง diurnal tissuespecific ตอบสนองต่อความเครียดของ NaCl3.1. ลดไนเตรตกับแอมโมเนีย ภายใต้ความเครียด NaCl กิจกรรมลดไนเตรตในใบสูงสุดถูกลดระดับสูงใน LN (80%) มากกว่าในพืช HN (60%) (Fig. 2A, B) ยับยั้งความคล้าย โดย NaCl ที่ 100 มม.พบในใบมะม่วงหิมพานต์ [45], ข้าวโพด [1] และนทาน [20] มันสามารถจะสันนิษฐานว่า ล่าง NRA ได้ใน LN ภายใต้ความเครียด NaCl เกิดความพร้อมต่ำของ NO3- แน่นอน NaCl ที่แสดงให้ทำการโหลดใน xylem ราก [41] ไนเตรต และการสับเปลี่ยนไนเตรตให้หน่อ [22] ยับยั้งการกำหนดพร้อมไนเตรตที่เอนไซม์ลดไซต์ [5] ไนเตรตสูงอุปทานอาจทำให้การสะสมไนเตรตพอเข้า vacuoles ซึ่งสามารถบรรเทาผลกระทบจากเกลือค่ะไนเตรตอย่างรวดเร็ว NRA ไม่สันทัดในใบไม้และ stemspetioles ในช่วงกลางวัน/กลางคืน NR ถูกยกเลิกโดยรวมของโปรตีน 14-3-3 กับ phosphorylated โปรตีนที่เกิดขึ้นในมืด [23,30] เรียกใช้ในแสง NRโดย dephosphorylation หรือ โดยการกระตุ้นการผลิตโปรตีน NR "de novo" [23,24] NRAmax correlated กับสูงสุด NR เปิดสถานะในพืชการควบคุมการ รักษา NaCl NRA ที่ห้าม และเปลี่ยนเวลารัฐเปิด NR ในระหว่างรอบกลางวัน/กลางคืน มันสามารถจะควรว่า ยับยั้ง NRA เกี่ยวข้องกับยกเลิกการเรียกเอนไซม์ NR โดย NaCl เนื่องจากยับยั้ง NRA ที่สัมพันธ์กับการลดลงของรัฐเปิด NR ในใบไม้และ stemspetioles จากพืช HN และ LN (Fig. 2A, B) อย่างไรก็ตาม ในส่วนที่สองของช่วงแสงและระยะเวลาคืน NRA ลดลงในใบและลำต้น-petioles แม้ มีการปรับปรุงรัฐเปิด NR โดย NaCl อีก มันสามารถถูกตั้งสมมติฐานว่าที่ยับยั้ง NRA ได้เนื่องจากการลดการผลิตโปรตีน NR หรือ การสลายตัวของ NR โดยเกลือ ยกเลิกการเรียก NR ภายใต้เค็มเกี่ยวข้องกับปิด stomata [26,42], หรือการลดลงของ NR ครึ่งชีวิต [25] เหนี่ยวนำ NRA โดย NaCl ในรากสามารถเกิดจากการเพิ่มสถานะเปิด NR (Fig. 2A, B) Allègre et al. [3] แสดงให้เห็นว่า เพิ่ม NRA รากใต้ anoxia เกิดเปิด NR ผ่าน dissociation ผล 14-3-3 และโปรตีน NR phosphorylated ในเนื้อเยื่อของพืชทั้งหมด NiRA ได้ไม่เปลี่ยนแปลงระหว่างมืดกับแสงรอบ (ข้อมูลไม่แสดง) การเพิ่ม เปลี่ยนแปลง diurnal ไม่ได้กล่าวถึงในวรรณคดี NiRA เหมือนค่าคงที่ และความเพียงพอของ nitrites ประจุ NiRA สูงสัมพันธ์ NRA ระหว่างรอบกลางวัน/กลางคืนเพื่อให้แน่ใจ นี่คือยังตามความไวต่ำของ NiR กว่า NR ให้ความเครียดเกลือ (Fig. 2 และตารางที่ 1) สำหรับ NRA เราพบว่า NiRA ถูกยิ่งลดลง โดย NaCl ใน LN มากกว่าใน HN พืชใบ (ตารางที่ 1) นี้อาจแนะนำว่า NR และ NiR ในใบไม้จะประสานงาน และตอบสนองเค็มกำหนด โดยอุปทานภายนอกไนเตรต3.2. แอมโมเนียผสมกลมกลืน แอมโมเนียที่ผลิต โดย NRA/NiRA หรืออื่น ๆ ต้นกำเนิด (ดินโซลูชั่น photorespiration การหมุนเวียนของโปรตีน เบีไดไนโตรเจน) เป็นส่วนประกอบเป็นกรดอะมิโน โดยโอนแอมโมเนีย glutamate ไป glutamine เฉพาะพลาสติด GS isoform (GS2) อยู่ในใบของมะเขือเทศ (Fig. 4A) กิจกรรม GS ถูกห้าม โดย NaCl ในใบไม้และ stemspetioles ในขณะที่มันถูกถูกกระตุ้นในรากจากพืช HN และ LN (Fig. 3A, B) มีรายงานการผลคล้ายกันโดย Cramer et al. [13]; พวกเขาได้รับการเพิ่มขึ้นสองเท่าในกิจกรรม GS ในรากมะเขือเทศภายใต้เค็ม กิจกรรม GS ยังเป็นผ้าเป็นรอยย่นในรากมะเขือเทศเมื่อการแคดเมียมความเครียด นี้ไม่เกี่ยวข้องกับการเหนี่ยวนำของ GS cytosolic (GS1)โปรตีนและใบแสดงผล [10] ที่แสดงได้ว่า การกระตุ้นของ GS กิจกรรมสามารถจัดหา glutamate สำหรับสังเคราะห์ prolineภายใต้เค็ม [7,35,40] เพิ่มกิจกรรม GS โดย NaCl ถูกเสนอโดยจันทรา et al. [11], เป็นติดชีวเคมีของsalt tolerance. The inhibition of GS activity in the leaves was not strictly correlated with the changes in GS2 protein levels during the day/night cycle. For instance, the high inhibition of GS activity (Fig. 3A) corresponded to only the small decrease in the GS2 protein level (17%) in HN plants (Fig. 4A). Similarly, although GS2 protein content was about twofold higher in the leaves from HN than from LN plants (Fig. 4A, B), we obtained a comparable leaf GS activity. Moreover, GS activity was less affected by NaCl in LN than HN plant leaves (Fig. 3A, B). These findings indicate that GS activity is subjected to a post-translational regulation. Several lines of evidence indicate that the GS2 activity is modulated by redox changes within two cysteine residues involved in enzyme activation [31]. The oxidative stress induced by salinity may have an effect on photosynthetic electron flux for GS2 activation [12]. We assume that GS is exposed to post-translational inactivation by oxidative stress to a higher extent in HN plants than in LN plants. Hydrogen peroxide (H2O2) and other active oxygen species are produced during normal growth conditions, and rapidly eliminated by peroxisomal catalase and ascorbate peroxidase. When plants are grown under high nitrate supply, the growth rate increases as peroxisomal catalase and ascorbate peroxidase become unable to neutralize excess of H2O2 generated by salt stress [17,38]. Consequently, GS in the leaves from HN tomatoes is exposed to an excess of H2O2. Hydrogen peroxide (H2O2) reacts with ferrous iron in the Fenton reaction producing hydroxyl radicals (●OH) which in turn react with histidine residues to produce oxidized GS enzyme, inactive and vulnerable to proteolysis [28,34]. Fd-GOGAT was inhibited by salinity in the leaves from HN plants (Fig. 3A). However opposite results were reported in a tomato leaves by Berteli et al. [7]. The inhibition of Fd-GOGAT activity was associated with the decrease in Fd-GOGAT protein (Fig. 4C). In the light phase, Fd-GOGAT activity was regulated by its protein levels. However, in the dark phase, Fd-GOGAT activity decreased despite a high level of enzyme protein. Fd-GOGAT in darkness is likely limited by lower levels of reduced ferredoxin for the enzymatic reaction.3.3 เผาผลาญ Glutamate แม้การศึกษามากมาย เป็นที่ชัดเจนว่าเฮ catalyzes amination ของ oxoglutarate 2 ด้วยแอมโมเนียกับผลิต glutamate หรือ deamination ของ glutamate ฟอร์ม 2-oxoglutarate แอมโมเนีย และ NADH เมื่อมีปลูกพืชในไนเตรตสูง กิจกรรม deaminating predominated กิจกรรม aminating ในใบ (ตารางที่ 2) นี้สนับสนุนการผลิตของ 2 oxoglutarate สำหรับผสมแอมโมเนียผ่านวงจร GS/GOGAT อย่างไรก็ตาม ภายใต้ไนเตรตต่ำ เฮมีสูงกิจกรรม aminating ในเนื้อเยื่อทั้งหมดกิน 5), และ NaClเพิ่มเติม เกิดกิจกรรม aminating ในเนื้อเยื่อทั้ง HN และ LN (Fig. 5) นี้อาจผลิต glutamate ที่แนะนำภายใต้ขาดเค็มหรือไนโตรเจนเพื่อประกันความเครียดที่เกี่ยวข้องกับการผลิตสารประกอบไนโตรจีนัส [39] นอกจากนี้กิจกรรมเฮ aminating อาจถือได้ว่าเป็นทางเดินเป็นทางเลือกของผสมแอมโมเนียเมื่อ GS และกิจกรรม GOGAT ถูกห้ามในใบไม้ (Fig. 3A), ในขณะที่ไม่มีหลักฐานที่ดีที่สุดสำหรับสังเคราะห์ glutamate ในสัตว์ทดลองโดยGDH is available [9]. On the other hand, NaCl stress induced the deaminating activity in the leaves and roots from LN plants. The enhancement of 2-oxoglutarate synthesis via deaminating GDH activity was generally observed under carbon limitation [6,37]. In LN plants treated by NaCl, there is probably a high demand to obtain carbon from amino acids to feed into the TCA cycle. In this case, NAD-GDH contributes to the replenishment of 2-oxoglutarate for the TCA, which in turn will provide carbon skeletons, reducing powers and energy (NADH, ATP). Furthermore, ammonium released from glutamate oxidation via NAD-GDH activity can subsequently be used for the conversion of aspartate to asparagine under carbon starvation [18]. The carbon limitation in LN plants tissues may result from the reduced leaf surface (Fig. 1A). Also, the low nitrate supply decreased the rate of N and C metabolism. It can be hypothesized that the increasing demand in 2-oxoglutarate was due to an inhibition by NaCl of the overall 2-oxoglutarate biosynthesis, including via isocitrate dehydrogenase and/or the aspartate aminotransferases. Therefore, the fast modulation of the GDH pathway by N availability and/or NaCl stress found in all plant tissues, advocates an important role of this enzyme in the recyclingof N and C compounds (glutamate and 2-oxoglutarate).

ผลลัพธ์ (ไทย) 2:

3.
การอภิปรายในงานนี้ผลกระทบความเครียดเกลือถูกตรวจสอบในช่วงเวลากลางวันในทุกเนื้อเยื่อมะเขือเทศและอยู่ภายใต้การตรวจสอบที่แตกต่างกันความเข้มข้นของไนเตรตเพื่อให้ดีขึ้นระบุเกลือเปลี่ยนแปลงที่เกิดขึ้น เราพบว่าการรักษาเป็นเวลา 10 วันของพืชโดยโซเดียมคลอไรด์ที่นำไปสู่ลักษณะของอาการไวเกลือที่ได้รับการรับรู้มากขึ้นในใบ ทั้งใน HN และสื่อ LN, โรงงานผลิต DW เนื้อหาโปรตีนที่ละลายน้ำได้ใบและผิวใบลดลงความเค็ม (รูป. 1A, C) เอนไซม์ยังไม่มีข้อความที่ได้รับการควบคุมอย่างมากโดยระบอบการปกครองของไนเตรตและแสดง tissuespecific เปลี่ยนแปลงรายวันในการตอบสนองต่อความเครียดโซเดียมคลอไรด์. 3.1 การลดลงของไนเตรตแอมโมเนียมไปภายใต้ความเครียดโซเดียมคลอไรด์, กิจกรรมสูงสุดของการลดไนเตรตในใบไม่สมบูรณ์ในระดับที่สูงขึ้นใน LN (80%) มากกว่าในพืช HN (60%) (รูป. 2A, B) ยับยั้งที่คล้ายกันโดยโซเดียมคลอไรด์ที่ 100 มิลลิพบในใบของมะม่วงหิมพานต์ [45] ข้าวโพด [1] และน้ำตาลหัวผักกาด [20] มันอาจจะคิดว่าชมรมที่ได้รับลดลงใน LN ภายใต้ความเครียดโซเดียมคลอไรด์ได้เนื่องจากมีความพร้อมต่ำของ NO3- อันที่จริงโซเดียมคลอไรด์ถูกนำมาแสดงที่จะทำให้เสียโหลดไนเตรตลงไปในท่อน้ำราก [41] และไนเตรตที่จะโยกย้ายหน่อ [22] การยับยั้งของพวกเขาจะเป็นตัวกำหนดความพร้อมไนเตรตที่เว็บไซต์ลดเอนไซม์ [5] อุปทานไนเตรตสูงอาจช่วยให้ไนเตรตสะสมเพียงพอที่เข้า vacuoles ซึ่งสามารถบรรเทาผลกระทบเกลือกับความพร้อมไนเตรต. ชมรมได้รับการปรับอย่างรวดเร็วในใบและ stemspetioles ในระหว่างวันที่ / การเปลี่ยนแปลงคืน ยางธรรมชาติมีการใช้งานโดยมีผลผูกพันของ 14-3-3 โปรตีนโปรตีน phosphorylated ที่เกิดขึ้นในที่มืด [23,30] NR ถูกเปิดใช้งานในที่มีแสงโดยdephosphorylation และ / หรือโดยการกระตุ้นของ "โนโว" NR ผลิตโปรตีน [23,24] NRAmax มีความสัมพันธ์กับรัฐยืนยันการใช้งานยางธรรมชาติที่สูงที่สุดในพืชควบคุม การรักษาโซเดียมคลอไรด์ยับยั้งชมรมและเลื่อนระยะเวลาของการเปิดใช้งาน NR รัฐในระหว่างวัน / รอบกลางคืน ก็สามารถที่จะคิดว่าการยับยั้งชมรมที่เกี่ยวข้องกับการใช้งานของเอนไซม์ NR โดยโซเดียมคลอไรด์ตั้งแต่ยับยั้งชมรมที่เกี่ยวข้องกับการลดลงของรัฐยืนยันการใช้งานยางธรรมชาติในใบและ stemspetioles จากทั้ง HN และพืช LN (รูป. 2A, B) อย่างไรก็ตามในระหว่างส่วนที่สองของช่วงเวลาที่แสงและช่วงเวลากลางคืนชมรมลดลงในใบและลำต้นก้านใบ-แม้จะมีการเพิ่มประสิทธิภาพของรัฐยืนยันการใช้งานยางธรรมชาติโดยโซเดียมคลอไรด์ อีกทางเลือกหนึ่งที่จะสามารถตั้งสมมติฐานว่าการยับยั้งชมรมเป็นผลมาจากการลดลงของการผลิตยางธรรมชาติโปรตีนหรือการย่อยสลายโดย NR เกลือ ใช้งานยางธรรมชาติภายใต้ความเค็มที่เกี่ยวข้องกับการปิดปากใบ [26,42] หรือการลดลงของ NR ครึ่งชีวิต [25] เหนี่ยวนำโดยชมรมโซเดียมคลอไรด์ในรากสามารถนำมาประกอบกับการเพิ่มขึ้นของการเปิดใช้งาน NR รัฐ (รูป. 2A, B) พื้นที่ชนบท et al, [3] แสดงให้เห็นว่าการเพิ่มขึ้นของชมรมในรากภายใต้การล้มเหลวเป็นเพราะการกระตุ้นผ่านการแยกตัวออกยางธรรมชาติของ 14-3-3 และยับยั้งโปรตีน NR phosphorylated ในเนื้อเยื่อพืชทุก Nira ไม่เปลี่ยนแปลงในช่วงมืดวงจรแสง (ไม่ได้แสดงข้อมูล) ความรู้ของเราไม่มีการเปลี่ยนแปลงรายวันถูกกล่าวถึงในวรรณคดีสำหรับ Nira ดูเหมือนว่าญาติ Nira อย่างต่อเนื่องและสูงเพื่อชมรมในระหว่างวัน / คืนวงจรช่วยให้การล้างพิษที่เพียงพอของไอออนไนไตรต์ นี่ก็เป็นไปตามความไวล่างของ NIR กว่ายางธรรมชาติกับความเครียดเกลือ (รูปที่. 2 และตารางที่ 1) สำหรับชมรมเราพบว่า Nira ลดลงมากขึ้นโดยโซเดียมคลอไรด์ใน LN กว่าในใบพืช HN (ตารางที่ 1) นี้อาจชี้ให้เห็นว่ายางธรรมชาติและ NIR ในใบมีการประสานงานและการตอบสนองต่อความเค็มจะถูกควบคุมโดยการจัดหาภายนอกไนเตรต. 3.2 การดูดซึมแอมโมเนียแอมโมเนียมที่ผลิตโดยชมรม / Nira หรือจากต้นกำเนิดอื่น ๆ (สารละลายดิน photorespiration หมุนเวียนโปรตีนตรึง dinitrogen) รวมอยู่ในกรดอะมิโนโดยการโอนแอมโมเนียมกลูตาเมตในรูปแบบ glutamine เฉพาะ plastid GS ไอโซฟอร์ม (GS2) ถูกนำเสนอในใบมะเขือเทศ (รูป. 4A) กิจกรรม GS ถูกยับยั้งโดยโซเดียมคลอไรด์ในใบและ stemspetioles ในขณะที่มันได้รับการกระตุ้นในรากจาก HN และพืช LN (รูป. 3A, B) ผลที่คล้ายกันได้รับรายงานจากแครมเมอ et al, [13]; พวกเขาได้รับการเพิ่มขึ้นสองเท่าในกิจกรรม GS ในรากมะเขือเทศภายใต้ความเค็ม กิจกรรม GS ยังเป็นรอยพับอยู่ในรากมะเขือเทศเมื่ออยู่ภายใต้ความเครียดแคดเมียม; นี้เกี่ยวข้องกับการเหนี่ยวนำของ cytosolic GS (GS1) โปรตีนและจิตบำบัด [10] มันก็แสดงให้เห็นว่าการกระตุ้นของกิจกรรม GS สามารถจัดหากลูตาเมตสำหรับการสังเคราะห์โพรลีนภายใต้ความเค็ม[7,35,40] การเพิ่มขึ้นของกิจกรรม GS โดยโซเดียมคลอไรด์ถูกเสนอโดยจันทรา et al, [11] เป็นลักษณะทางชีวเคมีของทนเค็ม การยับยั้งของกิจกรรม GS ในใบก็ไม่ได้มีความสัมพันธ์อย่างเคร่งครัดกับการเปลี่ยนแปลงใน GS2 ระดับโปรตีนในระหว่างวัน / รอบกลางคืน ยกตัวอย่างเช่นการยับยั้งสูงของกิจกรรม GS (รูป. 3A) ตรงกับการลดลงเพียงเล็ก ๆ ในระดับโปรตีน GS2 (17%) ในพืช HN (รูป. 4A) ในทำนองเดียวกันแม้ว่าปริมาณโปรตีน GS2 เป็นเรื่องที่สองที่สูงขึ้นในใบจาก HN กว่าจากพืช LN (รูป. 4A, B) เราได้รับใบเปรียบกิจกรรม GS นอกจากนี้ยังมีกิจกรรม GS ได้รับผลกระทบน้อยลงโดยโซเดียมคลอไรด์ใน LN กว่า HN ใบพืช (รูป. 3A, B) การค้นพบนี้แสดงให้เห็นว่ากิจกรรม GS อยู่ภายใต้กฎระเบียบโพสต์แปล หลายสายของหลักฐานบ่งชี้ว่ากิจกรรม GS2 ถูกปรับจากการเปลี่ยนแปลงอกซ์ภายในสอง cysteine ​​ตกค้างมีส่วนร่วมในการกระตุ้นการทำงานของเอนไซม์ [31] ความเครียดออกซิเดชันที่เกิดจากความเค็มอาจมีผลกระทบต่อการไหลของอิเล็กตรอนสังเคราะห์สำหรับการเปิดใช้ GS2 [12] เราคิดว่า GS สัมผัสกับการใช้งานโพสต์แปลโดยความเครียดออกซิเดชันในระดับที่สูงขึ้นในพืช HN กว่าในพืช LN ไฮโดรเจนเปอร์ออกไซด์ (H2O2) และสายพันธุ์อื่น ๆ ออกซิเจนที่ใช้งานที่มีการผลิตในช่วงสภาวะการเจริญเติบโตปกติและตัดออกได้อย่างรวดเร็วโดย catalase และ peroxidase รอกซ์ซิ ascorbate เมื่อพืชมีการเจริญเติบโตภายใต้การจัดหาไนเตรตสูงอัตราการเติบโตเพิ่มขึ้นเป็นรอกซ์ซิ catalase และ peroxidase ascorbate กลายเป็นไม่สามารถแก้ส่วนที่เกินจาก H2O2 ที่เกิดจากความเครียดเกลือ [17,38] ดังนั้น GS ในใบจากมะเขือเทศ HN สัมผัสกับส่วนที่เกินจาก H2O2 ไฮโดรเจนเปอร์ออกไซด์ (H2O2) ทำปฏิกิริยากับเหล็กเหล็กในปฏิกิริยาเฟนตันการผลิตอนุมูลไฮดรอก (● OH) ซึ่งจะทำปฏิกิริยากับสารตกค้างฮิสติดีนในการผลิตเอนไซม์ออกซิไดซ์แม็ใช้งานและความเสี่ยงที่จะ proteolysis [28,34] FD-GOGAT ถูกยับยั้งโดยความเค็มในใบจากพืช HN (รูป. 3A) อย่างไรก็ตามผลตรงข้ามได้รับรายงานในใบมะเขือเทศโดย Berteli et al, [7] การยับยั้งของกิจกรรม FD-GOGAT ที่ได้รับการที่เกี่ยวข้องกับการลดลงของโปรตีน FD-GOGAT (รูป. 4C) ในระยะแสงกิจกรรม FD-GOGAT ถูกควบคุมโดยระดับโปรตีนของ แต่ในขั้นตอนมืดกิจกรรม FD-GOGAT ลดลงแม้จะมีระดับสูงของโปรตีนเอนไซม์ FD-GOGAT ในความมืดจะถูก จำกัด โดยมีแนวโน้มที่ลดระดับ ferredoxin ที่ลดลงสำหรับปฏิกิริยาของเอนไซม์. 3.3 การเผาผลาญอาหารกลูตาเมตทั้งๆที่มีการศึกษาจำนวนมากก็ยังไม่ชัดเจนว่า GDH กระตุ้น amination ของ 2 oxoglutarate กับแอมโมเนียมกับผลิตกลูตาเมตหรือdeamination ของกลูตาเมตในรูปแบบ 2 oxoglutarate, แอมโมเนียมและ NADH เมื่อพืชที่ปลูกในไนเตรตสูงกิจกรรม deaminating สมญากิจกรรม aminating ในใบ (ตารางที่ 2) นี้สนับสนุนการผลิตของ 2 oxoglutarate สำหรับการดูดซึมแอมโมเนียมผ่านทาง GS / รอบ GOGAT อย่างไรก็ตามภายใต้ไนเตรตต่ำ GDH มีกิจกรรม aminating ที่สูงขึ้นในเนื้อเยื่อทั้งหมด (รูปที่. 5) และโซเดียมคลอไรด์เหนี่ยวนำให้เกิดกิจกรรมต่อไปaminating ทั้งใน HN และเนื้อเยื่อ LN (รูปที่. 5) นี้แสดงให้เห็นว่ากลูตาเมตอาจจะผลิตภายใต้ความเค็มและ / หรือการขาดไนโตรเจนเพื่อประกันความเครียดที่เกี่ยวข้องกับการผลิตสารประกอบไนโตรเจน [39] นอกจากนี้ยังมีกิจกรรม aminating GDH อาจถือได้ว่าเป็นทางเลือกทางเดินของการดูดซึมแอมโมเนียมเมื่อ GS และกิจกรรมGOGAT ถูกยับยั้งในใบ (รูป. 3A) ในขณะที่ไม่มีหลักฐานที่ดีที่สุดสำหรับการสังเคราะห์กลูตาเมตในร่างกายโดยGDH ใช้ได้ [9] ในทางตรงกันข้ามความเครียดโซเดียมคลอไรด์เหนี่ยวนำให้เกิดกิจกรรม deaminating ในใบและรากจากพืช LN การเพิ่มประสิทธิภาพของการสังเคราะห์ 2 oxoglutarate ผ่าน deaminating กิจกรรม GDH พบว่าโดยทั่วไปภายใต้ข้อ จำกัด คาร์บอน [6,37] ในพืช LN รับการรักษาโดยโซเดียมคลอไรด์อาจมีความต้องการสูงที่จะได้รับคาร์บอนไดออกไซด์จากกรดอะมิโนที่จะป้อนเข้าสู่วงจร TCA ในกรณีนี้ NAD-GDH ก่อให้เกิดการเติมเต็มของ 2 oxoglutarate สำหรับ TCA ซึ่งในทางกลับกันจะช่วยให้โครงกระดูกคาร์บอนลดอำนาจและพลังงาน (NADH เอทีพี) นอกจากนี้แอมโมเนียมปล่อยออกมาจากการเกิดออกซิเดชันกลูตาเมตผ่านทางกิจกรรม NAD-GDH ต่อมาสามารถนำมาใช้สำหรับการแปลงของ aspartate เพื่อ asparagine ภายใต้ความอดอยากคาร์บอน [18] ข้อ จำกัด คาร์บอนในเนื้อเยื่อพืช LN อาจเป็นผลมาจากผิวใบลดลง (รูป. 1A) นอกจากนี้อุปทานไนเตรตต่ำลดลงของอัตราการเผาผลาญอาหารและเอ็นซี ก็สามารถที่จะตั้งสมมติฐานว่าต้องการที่เพิ่มขึ้นใน 2 oxoglutarate เป็นผลมาจากการยับยั้งโดยโซเดียมคลอไรด์ของการสังเคราะห์ 2 oxoglutarate โดยรวมรวมทั้งผ่าน dehydrogenase isocitrate และ / หรือ aminotransferases aspartate ดังนั้นการปรับอย่างรวดเร็วของทางเดิน GDH โดยยังไม่มีความพร้อมและ / หรือความเครียดโซเดียมคลอไรด์ที่พบในเนื้อเยื่อพืชทั้งหมดสนับสนุนบทบาทที่สำคัญของเอนไซม์ในการรีไซเคิลไนโตรเจนและสารประกอบC (กลูตาเมตและ 2 oxoglutarate)