Experimental study on the activatio

Experimental study on the activation of growth hormone-secreting cells during larval development of Nile tilapia, Oreochromis niloticus

Abstract
The present experiments were designed to determine the effect of the exogenous treatment of Oreochromis niloticus females with L-thyroxin (T4) on the activation of growth hormone (GH)-secreting cells during larval rearing, and its subsequent effect on larval growth and survival. The ontogeny of GH-secreting cells was investigated immunocytochemically in the developing O. niloticus larvae, from control and T4-treated spawners. A few numbers of GH-immunoreactive cells were observed early one day after hatching. The number and immunoreactivity of GH-secreting cells increased with larval development. The injection of females O. niloticus with thyroxin (1 or 10 lg T4/g BW) greatly enhanced the immunoreactivity of GH-secreting cells in the pituitary gland of larvae as indicated by the quantitative and qualitative changes; the increase of both number and size, and strong immunoreactivities of GH-secreting cells, during the rearing period for the larvae produced from T4-treated females. Thus, thyroxin directly improved O. niloticus larval growth, since a marked increase in both, the length and weight of larvae occurred during the experimental period. In addition,larvae from treated females also gave a significantly higher survival rate than that of the control.
It could be concluded that exogenous T4 in maternal circulation was transferred into oocytes and larvae. The transferred thyroid hormone appears to play a main role in the synthesis and secretion of GH during the early development of larvae and may confer a distinct advantage for the growth of the offspring of Nile tilapia, O. niloticus.ª 2013 Production and hosting by Elsevier B.V. on behalf of National Institute of Oceanography and Fisheries.

Introduction
Growth hormone (GH) is a pluripotent hormone produced by the pituitary gland in teleosts as in other vertebrates. GH may play important physiological functions in the embryonic and larval development of fish (Yang et al., 1999; Einarsdo´ ttir et al., 2007; Cao et al., 2011). In fish, GH participates in almost all major physiological processes in the body including the regulation of ionic and osmotic balance, lipid, protein, and carbohydrate metabolism, skeletal and soft tissue growth,reproduction and immune function. Recent studies have indicated that GH affects several aspects of behaviour, including appetite, foraging behaviour, aggression, and predator avoidance,which in turn has ecological consequences (Bjo¨ rnsson et al., 2004; Reinecke et al., 2005). GH regulates growth in all vertebrates, including fish (Chen et al., 1994).
Thyroid hormone (TH) plays an indispensable role during embryonic and larval periods of fish development (Mousa,2004; Yamano, 2005; Khalil et al., 2011). The injection of female
Oreochromis niloticus with thyroxin greatly enhanced the production of activin bA in the developing tissues of larvae (Mousa, 2004). Furthermore, it was demonstrated that the thyroid
hormone (T3) has increased the steady state levels of growth hormone messenger RNA in pituitary cells of teleosts (Moav and McKeown, 1992; Farchi-Pisanty et al., 1995).
For the successful propagation of any species, larval rearing is considered a major bottleneck (Calzada et al., 1998; Cataldi et al.,2002). Attempts to rear theNile tilapia, O. niloticus in the hatcheries in Egypt have yielded inconsistent and unreliable production of fry. Larval rearing has proven extremely difficult with heavy larval mortalities usually occurring during the second and third weeks of hatching. The cause of these mortalities may be physiological in
nature given that starvation, due to the physical inability to feed after exhaustion of endogenous reserves.The possibility to enhance the growth of fish by the induction of growth hormone synthesis may allow for the production of marketable products in shorter periods of time, and with lower production costs. Therefore, the present work was designed to describe the effect of exogenous treatment of O. niloticus femaleswith L-thyroxin (T4) on the mmunoreactivity
of growth hormone-secreting cells, and its subsequent effect on larval growth and survival.

Material and methods

Study site
The present study was carried out at both El-Serw Fish Research Farm and El-Matareyya Research Station between 1 January and 30 August 2012.

Spawning and production of larvae
Before spawning, brood fish were kept in two ponds, males and females were separated since January in two different ponds, they were fed daily with 40% protein diet to ensure a good quality and quantity of eggs. Medium-size tilapia brood fish (150–250 g) were used. Semi-natural spawning was carried in spawning hapas at the first of May (temperature: 23–25 C).Brood O. niloticus were stocked into 30 fine-mesh 1-m2 spawning hapas at a rate of 2 males and 4 females per hapa.

The experimental design and treatments
Females were randomly divided into three groups representing three treatments with ten replicates each. Fish in treatments 1 and 2 were injected once with thyroxin (T4) (Sigma Chemicals co., St. Louis, MO), dissolved in dimethylsulfoxide (DMSO),at 1 and 10 lg T4/g BW of fish, respectively. Fish in treatment 3 were injected only with DMSO and served as controls. After injection, females were stocked with hormonally-untreated running males and allowed to spawn. Breeding activity was monitored daily. Once breeding occurred, the other fish were
removed and the brooding female left to incubate the progeny.
Immediately after hatching the larvae, obtained from each of the previous groups; control and thyroxin treated groups, were classified into three groups (three aquaria for each group). The density of larvae for each aquarium is about 500 larvae/aquarium i.e. 10 larvae/l. Since the sensitivity of fish to temperature is dependent on developmental stage (age), fry from a single brood were used in order to control for the time elapsed after fertilization (and therefore, developmental stage). The aquaria were maintained at 25 C and ambient photoperiod. Water quality in the aquaria was maintained by partial water exchange (70%) daily. Gentle aeration was conducted with pressurized air. The larvae received natural feed of fresh plankton obtained from the fertilized pond with plankton net.

Larvae sampling and processing
Both standard length (SL) and weight (W) of larvae at hatching,1, 4, 7, 14, 21, 28 and 35 days old, were measured for each group. Twenty larvae were randomly sampled, anaesthetized,placed on paper towels for about 10 s to remove most of the adhering water, and individually both, measured and weighed.At the end of the experiment the surviving number of larvae for each treatment was determined.
For histological and histochemical study, the larvae were anaesthetized in a solution (40 mg/l) of clove oil (Sigma) and fixed in toto in Bouin’s fluid at room temperature for 48 h.Then, the samples were transferred to 70% alcohol after fixation and dehydrated through a series of graded ethanol,cleared in xylene, embedded in paraplast (M.P. 56–58 C)and serial transverse and longitudinal sections, 5 lm thick,were cut and mounted on glass slides.

Immunocytochemical procedures

Antibodies
Chum salmon somatotropin (chum GH) (Lot No.8208) was obtained from Dr. H. Kawauchi (School of Fisheries Science,Kitasato University, Iwate, Japan).

Immunocytochemical reactions
Immunocytochemical staining was generally performed with a vectastain ABC (Avidin–biotin peroxidase complex) Kit (Vector Laboratories) as described previously (Mousa, 1999, 2002;
Mousa and Mousa, 1999a,b). In brief, sections were deparaffinized in xylene, rehydrated through graded ethanol, washed in phosphate-buffered saline (PBS; pH 7.4) for two times 10 min each. All incubations were done at 4 C and PBS was used for washing after each step. Sections were incubated with the primary antibody against chum salmon somatotropin diluted at 1:5000 overnight at 4 C. Thereafter, the sections were incubated with the biotinylated secondary antibody (Vector Laboratories)for 1hr and with avidin–biotin-conjugated peroxidase for 45 min. Finally, the sections were washed and stained with 3,3-diaminobenzidine tetrahydrochloride (DAB) (Sigma)
including 0.01% H2O2 in 0.05 M Tris-buffered saline (pH 7.6) for 3–5 min. After the enzyme reaction, the sections were washed in tap water, dehydrated in alcohol, cleared in xylene
and mounted in DPX.

ผลลัพธ์ (ไทย) 1:

ศึกษาทดลองการเปิดใช้งานของเซลล์ที่เจริญเติบโตฮอร์โมน secreting ระหว่างพัฒนา larval นิล ปลานิลบทคัดย่อทดลองนำเสนอถูกออกแบบเพื่อกำหนดผลของการรักษาบ่อย Oreochromis niloticus หญิงกับ L-thyroxin (T4) ในการเรียกใช้ฮอร์โมนเจริญเติบโต (GH) -secreting เซลล์เพาะเลี้ยง larval และมีผลต่อ larval เจริญเติบโตและอยู่รอด Ontogeny GH secreting เซลล์ถูกสอบสวน immunocytochemically ในการพัฒนาโอ niloticus ตัวอ่อน ควบคุมและรักษา T4 spawners จำนวนกี่เซลล์ GH immunoreactive สุภัคก่อนหนึ่งวันหลังจากฟักไข่ หมายเลขและ immunoreactivity ของเซลล์ GH secreting เพิ่มขึ้นกับการพัฒนา larval การฉีดของหญิงโอ niloticus มี thyroxin (1 หรือ 10 lg T4/g BW) เพิ่ม immunoreactivity ของ GH secreting เซลล์ในต่อมใต้สมองของตัวอ่อนตามที่ระบุ โดยการเปลี่ยนแปลงเชิงปริมาณ และเชิงคุณภาพ เพิ่มจำนวน และขนาด และ immunoreactivities ของ GH secreting เซลล์ ช่วง rearing สำหรับตัวอ่อนแข็งแรงผลิตจากหญิงถือว่า T4 ดังนั้น thyroxin ตรงปรับปรุงโอ niloticus larval เจริญเติบโต ตั้งแต่ขึ้นเครื่องทั้ง ความยาวและน้ำหนักของตัวอ่อนที่เกิดขึ้นในระหว่างระยะเวลาทดลอง นอกจากนี้ ตัวอ่อนจากหญิงบำบัดยังให้อัตรารอดตายสูงขึ้นอย่างมีนัยสำคัญกว่าของตัวควบคุมจึงสามารถสรุปได้ว่า มีการโอนย้ายบ่อย T4 ในการหมุนเวียนแม่แช่สารละลายและตัวอ่อน ฮอร์โมนไทรอยด์โอนย้ายปรากฏบทบาทหลักในการสังเคราะห์และหลั่ง GH ในระหว่างการเจริญของตัวอ่อน และอาจประสาทประโยชน์แตกต่างกันสำหรับการเติบโตของลูกหลานของนิล โอ niloticus ชื่อ 2013 ผลิตและโฮสติ้ง โดย Elsevier B.V. แทนชาติสถาบันสมุทรศาสตร์และการประมงแนะนำฮอร์โมนเจริญเติบโต (GH) เป็นฮอร์โมน pluripotent ที่ผลิต โดยต่อมใต้สมองใน teleosts ใน vertebrates อื่น ๆ GH อาจเล่นฟังก์ชั่นสรีรวิทยาที่สำคัญในการพัฒนาตัวอ่อน และ larval ปลา (Yang et al., 1999 Einarsdo´ ttir et al., 2007 Cao et al., 2011) ในปลา GH เข้าร่วมในกระบวนการสรีรวิทยาหลักเกือบทั้งหมดในร่างกายรวมทั้งควบคุมการเจริญเติบโตของเนื้อเยื่ออ่อน และอีกยอดดุล ionic และการออสโมติก ไขมัน โปรตีน และเผา ผลาญคาร์โบไฮเดรต การทำซ้ำ และอักเสบ การศึกษาล่าสุดได้แสดงว่า GH มีผลกระทบต่อด้านต่าง ๆ ของพฤติกรรม ความอยากอาหาร รวมทั้งพวกพฤติกรรม รุกราน และหลีก เลี่ยงพรีเดเตอร์ ซึ่งจะมีผลกระทบระบบนิเวศ (Bjo¨ rnsson et al., 2004 Reinecke et al., 2005) GH กำหนดใน vertebrates ทั้งหมด รวมทั้งปลา (Chen et al., 1994)ธัยรอยด์ฮอร์โมน (TH) มีบทบาทสำคัญในช่วงระยะ larval และตัวอ่อนของปลา (Mousa, 2004 ยามาโน 2005 คาลิลแมคกาห์ et al., 2011) การฉีดของเพศหญิงปลานิลกับ thyroxin เพิ่มผลิต activin บาพัฒนาเนื้อเยื่อของตัวอ่อน (Mousa, 2004) มาก นอกจากนี้ จะถูกแสดงที่ต่อมไทรอยด์ฮอร์โมน (T3) ได้เพิ่มระดับของฮอร์โมนเจริญเติบโตของเอ็มอาร์เอ็นเอในเซลล์ใต้สมองของ teleosts (Moav และ McKeown, 1992 ท่อน Farchi-Pisanty และ al., 1995)สำหรับการเผยแพร่ความสำเร็จของสปีชีส์ใด ๆ larval แม่ถือว่าเป็นคอขวดสำคัญ (Calzada et al., 1998 Cataldi และ al., 2002) ความพยายามที่จะ theNile หลังนิล โอ niloticus ใน hatcheries ในอียิปต์ได้ผลผลิตไม่สอดคล้องกัน และไม่ทอด แม่ larval ได้พิสูจน์ยากมากกับ mortalities larval หนักที่มักจะเกิดขึ้นในช่วงสัปดาห์ที่สอง และสามของการฟักไข่ สาเหตุของ mortalities เหล่านี้อาจสรีรวิทยาในธรรมชาติที่ได้รับความอดอยากที่ เนื่องจากไม่มีอยู่จริงให้อาหารหลังจากเกษียณของ endogenousสามารถเพิ่มการเจริญเติบโตของปลา โดยการเหนี่ยวนำของฮอร์โมนเจริญเติบโตสังเคราะห์อาจทำให้สำหรับการผลิตในระยะสั้น ของเวลา และต้นทุนการผลิตต่ำกว่าผลิตภัณฑ์ marketable ดังนั้น งานนำเสนอถูกออกแบบมาเพื่ออธิบายผลของการรักษาบ่อยของ niloticus โอ femaleswith L-thyroxin (T4) ในการ mmunoreactivitysecreting ฮอร์โมนเจริญเติบโตของเซลล์ และมีผลต่อ larval เจริญเติบโตและอยู่รอดวัสดุและวิธีการเว็บไซต์การศึกษาการศึกษาปัจจุบันถูกดำเนินที่เอล-Serw ปลาฟาร์มวิจัยและสถานีวิจัย El Matareyya ระหว่าง 1 มกราคมและ 30 2555 สิงหาคมวางไข่และการผลิตตัวอ่อนก่อนวางไข่ ปลา brood ถูกเก็บไว้ในบ่อที่สอง ชายและหญิงถูกแยกตั้งแต่เดือนมกราคมในบ่อสองแตกต่างกัน พวกเขาได้รับทุกวัน ด้วยอาหารที่มีโปรตีน 40% ให้คุณภาพและปริมาณของไข่ มีใช้ brood ปลานิลขนาดกลาง (150 – 250 กรัม) วางไข่กึ่งธรรมชาติถูกดำเนินการในการวางไข่ในวันที่หนึ่งพฤษภาคม hapas (อุณหภูมิ: 23-25 C)Niloticus คอกโอถูกเก็บลงใน 30 ปรับตาข่าย 1 m2 วางไข่ hapas ในอัตราชาย 2 และหญิง 4 ต่อ hapaการออกแบบการทดลองและการรักษาหญิงถูกสุ่มแบ่งออกเป็นสามกลุ่มแทนนวดสามสิบเหมือนกับแต่ละ ปลาในทรีทเมนต์ที่ 1 และ 2 ถูกฉีดครั้งเดียวกับ thyroxin (T4) (ซิกเคมี จำกัด St. Louis, MO), ละลายใน dimethylsulfoxide (DMSO), ที่ lg 1 และ 10 T4/g BW ของปลา ตามลำดับ ปลาบำบัด 3 ถูกฉีด ด้วย DMSO และทำหน้าที่เป็นตัวควบคุม หลังฉีด หญิงเก็บไม่ถูกรักษา hormonally ชายทำงาน และสามารถวางไข่ กิจกรรมการปรับปรุงพันธุ์ได้ติดตามทุกวัน เมื่อผสมพันธุ์เกิดขึ้น ปลาอื่น ๆ ได้เอาออก และเหลือหญิง brooding ฟักลูกหลานทันทีหลังจากฟักตัวอ่อน ได้รับจากแต่ละกลุ่มก่อนหน้า ควบคุมและ thyroxin ถือว่ากลุ่ม ถูกแบ่งเป็นสามกลุ่ม (อควาเรียสามสำหรับแต่ละกลุ่ม) ความหนาแน่นของตัวอ่อนในสัตว์แต่ละตัวอ่อนประมาณ 500 สัตว์เช่น 10 ตัว อ่อน/l ได้ เนื่องจากความไวของปลาอุณหภูมิจะขึ้นอยู่กับระยะพัฒนา (อายุ), ทอดจากคอกเดียวถูกใช้เพื่อควบคุมสำหรับเวลาผ่านไปหลังจากปฏิสนธิ (ดัง นั้น ขั้นพัฒนา) อควาเรียถูกเก็บรักษาที่ 25 C และช่วงแสงแวดล้อม คุณภาพน้ำในอควาเรียถูกดูแล โดยการแลกเปลี่ยนน้ำบางส่วน (70%) ทุกวัน Aeration อ่อนโยนถูกดำเนินกับอากาศทางหนี ตัวอ่อนได้รับอาหารธรรมชาติของแพลงก์ตอนสดที่ได้จากบ่อ fertilized กับแพลงก์ตอนสุทธิตัวอ่อนที่สุ่มตัวอย่างและประมวลผล ความยาวมาตรฐาน (SL) และน้ำหนัก (W) ของตัวอ่อนที่ฟัก 1, 4, 7, 14, 21, 28 และ 35 วันเก่า มีวัดสำหรับแต่ละกลุ่ม ยี่สิบตัวอ่อนถูกสุ่มตัวอย่าง anaesthetized วางบนผ้าขนหนูกระดาษประมาณ 10 s เอาทั้งน้ำ adhering และ ทั้งวัด และชั่งน้ำหนักเมื่อสิ้นสุดการทดลอง ได้กำหนดจำนวนตัวอ่อนสำหรับผู้ป่วยแต่ละรอดตายศึกษาสรีรวิทยา และ histochemical ตัวอ่อนถูก anaesthetized ในโซลูชัน (40 mg/l) ของน้ำมันกานพลู (ซิกมา) และถาวรใน toto ใน Bouin ของเหลวที่อุณหภูมิห้องสำหรับ 48 h.Then ตัวอย่างการโอนย้ายไป 70% แอลกอฮอล์เบี และอบแห้งผ่านชุดของมีการจัดระดับเอทานอล ล้างในไซ ฝังอยู่ในส่วนระยะยาว และ transverse ประจำและ paraplast (M.P. C 56-58), 5 lm หนา ตัด และติดตั้งบนกระจกสไลด์ขั้นตอน Immunocytochemicalแอนตี้ปลาแซลมอนชุม somatotropin (ชุม GH) (No.8208 มาก) ได้รับจากดร. H. Kawauchi (โรงเรียนประมงวิทยาศาสตร์ Kitasato มหาวิทยาลัย อิวาเตะ ญี่ปุ่น)ปฏิกิริยา ImmunocytochemicalImmunocytochemical ย้อมสีทั่วไปทำ ด้วย vectastain ABC (ซับซ้อน Avidin-ไบโอติน peroxidase) ชุด (เวกเตอร์ Laboratories) ตามที่อธิบายไว้ก่อนหน้านี้ (Mousa, 1999, 2002Mousa และ Mousa, 1999a, b) สังเขป ส่วนถูก deparaffinized ในไซ rehydrated โดยมีการจัดระดับเอทานอล ล้างใน buffered ฟอสเฟตน้ำเกลือ (PBS ค่า pH 7.4) สำหรับครั้งที่สอง 10 นาทีแต่ละ ทำ incubations ทั้งหมดที่ 4 C และ PBS ใช้ล้างหลังจากแต่ละขั้นตอน ส่วนที่ incubated กับแอนติบอดีหลักกับ somatotropin ชุมปลาแซลมอนผสมที่ 1:5000 ค้างคืนที่ซี 4 หลังจากนั้น ส่วนที่ incubated ที่ biotinylated รองแอนติบอดี (เวกเตอร์ Laboratories) ใน 1 ชั่วโมง และ มี peroxidase avidin-ไบโอตินกลวงสำหรับ 45 นาที สุดท้าย ส่วนถูกล้าง และสีกับ tetrahydrochloride 3,3-diaminobenzidine (เล็กน้อย) (ซิกมา)รวม 0.01% H2O2 ใน 0.05 M ตรี buffered น้ำเกลือ (pH 7.6) สำหรับ 3-5 นาที หลังจากปฏิกิริยาเอนไซม์ ส่วนที่ล้างในน้ำประปา อบแห้งในแอลกอฮอล์ ล้างในไซและ DPX เมาท์ใน

ผลลัพธ์ (ไทย) 3:

การศึกษาการกระตุ้นการเจริญเติบโตฮอร์โมน secreting เซลล์ในระหว่างการพัฒนาตัวอ่อนของปลานิล , ปลานิล


ปัจจุบันได้รับการออกแบบบทคัดย่อการทดลองเพื่อศึกษาผลของการฝึกออกกำลังกายของปลานิลเพศเมียกับ l-thyroxin ( T4 ) ในการกระตุ้นการเจริญเติบโตฮอร์โมน ( GH ) - แอบเซลล์ตัวอ่อนในการเลี้ยงดูและต่อมามีผลต่อการเติบโตของหนอนและการอยู่รอด ส่วนพัฒนาการศึกษา immunocytochemically secreting เซลล์ GH ในการพัฒนา . niloticus ตัวอ่อน จากการควบคุมและ T4 ถือว่า spawners . ตัวเลขไม่กี่เซลล์ immunoreactive GH ได้เร็ว 1 วัน หลังจากฟัก จํานวนและการหลั่ง GH เซลล์เพิ่มขึ้นตามการเจริญเติบโตของหนอน .ฉีดของผู้หญิง . niloticus กับธัยรอกซิน ( 1 หรือ 10 LG T4 / กรัมน้ำหนักตัว ) ช่วยเพิ่มการหลั่ง GH เซลล์ต่อมใต้สมองของตัวอ่อนตามที่ระบุโดยการเปลี่ยนแปลงเชิงปริมาณและเชิงคุณภาพ การเพิ่มขึ้นของทั้งจำนวนและขนาด และความแข็งแรง immunoreactivities GH แตกสลายเซลล์ ในช่วงระยะเวลาการเลี้ยงตัวอ่อน ผลิตจาก T4 ทำกับผู้หญิง ดังนั้นกระตุ้นโดยตรงดีขึ้น . niloticus ตัวอ่อนเจริญเติบโต เนื่องจากการปรับตัวเพิ่มขึ้นทั้งในความยาวและน้ำหนักของตัวอ่อนที่เกิดขึ้นในช่วงระยะเวลาทดลอง นอกจากนี้ ตัวอ่อนจากหญิงถือว่ายังให้รอดสูงกว่าอัตรากว่าของการควบคุม
สรุปได้ว่าในการไหลเวียนภายนอก T4 ของมารดาโอนเข้าไปในไข่และตัวอ่อน .โอนไทรอยด์ฮอร์โมนจะปรากฏขึ้นที่จะมีบทบาทหลักในการสังเคราะห์และการหลั่ง GH ในการพัฒนาของตัวอ่อนและจะให้ประโยชน์แตกต่างกันสำหรับการเจริญเติบโตของลูกหลานของปลานิล , o . niloticus . ª 2013 การผลิตและโฮสต์สามารถนำเสนอในนามของสถาบันสมุทรศาสตร์ และประมง


แนะนำฮอร์โมนการเจริญเติบโต ( GH ) เป็นพลูริโพเทนท์ฮอร์โมนที่ผลิตโดยต่อมใต้สมองใน teleosts ในสัตว์มีกระดูกสันหลังอื่น ๆ GH อาจจะเล่นฟังก์ชั่นทางสรีรวิทยาที่สำคัญในการพัฒนาของตัวอ่อนและปลา ( หยาง et al . , 1999 ; einarsdo ใหม่ ttir et al . , 2007 ; เคา et al . , 2011 ) ในปลาเพื่อเข้าร่วมในกระบวนการทางสรีรวิทยาที่สำคัญเกือบทั้งหมดในร่างกาย รวมถึงระเบียบของไอออนและการสมดุลของไขมัน โปรตีน และเมแทบอลิซึมของคาร์โบไฮเดรต โครงสร้างกระดูกและเนื้อเยื่ออ่อน การสืบพันธุ์และฟังก์ชันภูมิคุ้มกัน การศึกษาล่าสุดพบว่า GH มีผลต่อหลายๆด้านพฤติกรรม ได้แก่ อาหาร เช่น พฤติกรรมก้าวร้าว นักล่าและการหลีกเลี่ยงซึ่งจะมีผลกระทบทางนิเวศวิทยา ( bjo ตั้ง rnsson et al . , 2004 ; ไรนิก et al . , 2005 ) ควบคุมการเจริญเติบโต GH ในสัตว์มีกระดูกสันหลัง ได้แก่ ปลา ( Chen et al . , 1994 ) .
ไทรอยด์ฮอร์โมน ( th ) มีบทบาทสำคัญในช่วงระยะเวลาของการพัฒนาตัวอ่อน ดักแด้ และปลา มูซา , 2004 ; ยามาโนะ , 2005 ; คาลิล et al . , 2011 ) ฉีดหญิง
ปลานิลกับธัยรอกซินมากขึ้นการผลิตแอคติวิน BA ในการพัฒนาเนื้อเยื่อของตัวอ่อน ( มูซา , 2004 ) นอกจากนี้ยังพบว่าฮอร์โมนไทรอยด์
( T3 ) มีเพิ่มขึ้นคงที่ในระดับรัฐของ Messenger RNA ในเซลล์ต่อมใต้สมองฮอร์โมนการเจริญเติบโตของ teleosts ( moav และ mckeown , 1992 ; farchi pisanty et al . , 1995 ) .
สำหรับการประสบความสำเร็จใด ๆ ชนิดการเลี้ยงหนอน ก็ถือว่าเป็นคอขวดหลัก ( calzada et al . , 1998 ; คาทาลดี้ et al . , 2002 ) ความพยายามที่จะปลานิล thenile ด้านหลัง . niloticus ในโรงเพาะฟักในอียิปต์มีจำนวนการผลิตไม่สอดคล้องกัน และของทอด การเลี้ยงหนอนได้พิสูจน์ยากสุดๆด้วย mortalities หนอนหนักมักจะเกิดขึ้นในช่วงที่สองและสามสัปดาห์ของการฟักไข่สาเหตุของ mortalities เหล่านี้อาจเป็นทางสรีรวิทยา
ธรรมชาติที่ได้รับความอดอยาก เนื่องจากไม่สามารถทางกายภาพเพื่อให้อาหารหลังจากหมดแรงขอสงวนภายใน ความเป็นไปได้ที่จะเพิ่มการเจริญเติบโตของปลา โดยการเหนี่ยวนำการสังเคราะห์ฮอร์โมนการเจริญเติบโตอาจอนุญาตให้มีการผลิตของผลิตภัณฑ์ที่ขายในช่วงเวลาสั้นของเวลา และ ต้นทุนการผลิตต่ำ ดังนั้นงานปัจจุบันถูกออกแบบมาเพื่ออธิบายผลของการฝึกออกกำลังกายของ o . niloticus femaleswith l-thyroxin ( T4 ) ใน mmunoreactivity
ของการเจริญเติบโตฮอร์โมน secreting เซลล์ และมีผลต่อการเจริญเติบโตและการอยู่รอดของตัวอ่อนตามมา

วัสดุและวิธีการศึกษา

เว็บไซต์การศึกษาครั้งนี้ดำเนินการในทั้ง เอล serw ปลาฟาร์มวิจัยและสถานีวิจัย เอล matareyya ระหว่างวันที่ 1 มกราคม - 30 ส.ค. 2555

การวางไข่และการผลิตตัวอ่อน
ก่อนการวางไข่ กกปลาไว้ในบ่อสองชายและหญิงแยกกันตั้งแต่เดือนมกราคมในสระน้ำสองแตกต่างกัน พวกเขาได้รับอาหารทุกวันด้วยอาหารโปรตีน 40 % เพื่อให้มีคุณภาพที่ดีและปริมาณของไข่ปลานิลสายพันธุ์ปลาขนาดกลาง ( 150 – 250 กรัม ) สถิติที่ใช้ กึ่งธรรมชาติ การวางไข่วางไข่ hapas ที่แรกของเดือนพฤษภาคม ( อุณหภูมิ 23 – 25  C ) กก O . niloticus ความจุ 30 1-m2 วางไข่เป็นตาข่ายปรับ hapas ในอัตราตัวผู้ 2 เมีย 4 ต่อ Hapa


การออกแบบการทดลอง และการรักษาเพศเมีย แบ่งออกเป็นสามกลุ่มเพื่อการรักษาสามกับสิบซ้ำ ปลาในวิทยา 1 และ 2 ถูกฉีดอีกครั้งกับธัยรอกซิน ( T4 ) ( Sigma Chemicals Co . , St . Louis , MO ) ละลายในไดเมทิลซัลฟอกไซด์ ( DMSO ) ที่ 1 และ 10 กรัมต่อน้ำหนักตัวของ LG T4 / ปลา ตามลำดับ ปลาในการรักษา 3 ฉีดเท่านั้นที่มี DMSO และทำหน้าที่เป็นตัวควบคุม . หลังจากฉีดยาเพศเมีย เลี้ยงด้วยฮอร์โมนรักษาวิ่งชายและอนุญาตให้วางไข่ การตรวจสอบกิจกรรมมีทุกวัน เมื่อผสมพันธุ์ขึ้น ปลาอื่น
เอาออกและครุ่นคิด หญิงซ้ายเพื่อบ่มเพาะลูกหลาน .
ทันทีหลังจากฟักตัวอ่อนที่ได้จากแต่ละกลุ่มก่อนหน้านี้ การควบคุมและกระตุ้นการรักษากลุ่มออกเป็น 3 กลุ่ม ( กลุ่มละสาม วาเรีย ) ความหนาแน่นของลูกน้ำในตู้ปลาประมาณ 500 ตัวต่อตู้ปลาคือ 10 ตัวต่อลิตร เนื่องจากความไวของปลาอุณหภูมิจะขึ้นอยู่กับขั้นตอนการพัฒนา ( อายุ ) , ทอดจากคอกเดียวถูกใช้เพื่อควบคุมเวลาผ่านไปหลังจากการปฏิสนธิ ( และดังนั้นการพัฒนาเวที )พวกวาเรียถูกเก็บรักษาไว้ที่อุณหภูมิ 25 องศาเซลเซียส และไม่  . คุณภาพน้ำใน วาเรียถูกดูแลโดยตราน้ำบางส่วน ( 70% ) ทุกวัน การเติมอากาศอ่อนโยนจำนวนอากาศความดัน ตัวอ่อนที่ได้รับอาหารธรรมชาติของแพลงก์ตอนสดที่ได้จากบ่อที่มีแพลงก์ตอนชนิดตาข่าย และการประมวลผล


( ( ทั้งความยาวมาตรฐาน ( SL ) และน้ำหนัก ( W ) ของตัวอ่อนที่ฟัก ,1 , 4 , 7 , 14 , 21 , 28 และ 35 วัน เก่า วัด สำหรับแต่ละกลุ่ม ยี่สิบหนอนสุ่มตัวอย่าง , ให้ยาสลบโดยวางอยู่บนผ้าขนหนูกระดาษประมาณ 10 วินาทีเพื่อลบมากที่สุดของ ในน้ำ และเครื่องปรับอากาศทั้งวัดและชั่งน้ำหนัก เมื่อสิ้นสุดการทดลองที่รอดชีวิตจำนวนตัวอ่อนรักษาแต่ละถูกกำหนด .
สำหรับหนูเอเรียนตัวอ่อนที่ถูกให้ยาสลบโดยในโซลูชั่น ( 40 mg / L ) และน้ำมันกานพลู ( Sigma ) และคงที่ใน Bouin Toto ของของเหลวที่อุณหภูมิห้องเป็นเวลา 48 ชั่วโมง จากนั้นทำการย้ายแอลกอฮอล์ 70% หลังจากการตรึงและแห้งผ่านชุดของระดับแอลกอฮอล์ ล้างในไซลีน , ฝังตัวอยู่ในพาราพลาสต์ ( 56 MP ( 58  C ) และอนุกรมตามขวางและตามยาว ส่วน 5 ผมหนาที่ถูกตัดและติดบนกระจกสไลด์ .




immunocytochemical ขั้นตอนต่อชุมปลาแซลมอนโซมาโทโทรพิน ( ชุม GH ) ( มาก no.8208 ) ที่ได้รับจาก ดร. เอช. คาวาอุชิ ( โรงเรียนวิทยาศาสตร์ การประมง คิตะซาโตะมหาวิทยาลัยอิวาเตะญี่ปุ่น

immunocytochemical ปฏิกิริยา )immunocytochemical staining มักแสดงด้วย vectastain ABC ( อะวิดิน ( ไบโอติน peroxidase ซับซ้อน ) ชุด ( ห้องปฏิบัติการเวกเตอร์ ) ตามที่อธิบายไว้ก่อนหน้านี้ ( มูซา , 1999 , 2002 ; มูซา และ มูซา 1999a
, B ) ในบทสรุป บางส่วนถูก deparaffinized ในไซลีนได้ทำการ รีไฮเดรทมผ่านคะแนน , เอทานอล , ล้างในน้ำเกลือ ( PBS ; ฟอสเฟตบัฟเฟอร์ pH 7.4 ) 2 ครั้ง 10 นาทีในแต่ละทั้งหมด incubations เสร็จตอน 4  C และ PBS ถูกใช้สำหรับซักผ้าหลังจากที่แต่ละขั้นตอน ส่วนที่ถูกบ่มกับหลักแอนติบอดีต่อชุมปลาแซลมอนโซมาโทโทรพินเจือจางที่ 1:5000 ค้างคืนที่ 4  C หลังจากนั้น ส่วนที่ถูกบ่มกับไลระดับแอนติบอดี ( ห้องปฏิบัติการเวกเตอร์ ) สำหรับ 1 ชั่วโมงและวิดิน– biotin conjugated เป็นเวลา 45 นาที ในที่สุดส่วนที่ถูกล้างและย้อมด้วย 3,3-diaminobenzidine tetrahydrochloride ( DAB ) ( Sigma )
รวมทั้ง H2O2 0.01 0.05 ม. หรือในน้ำเกลือ ( pH 7.6 ) 3 – 5 นาทีหลังจากเอนไซม์ปฏิกิริยา ส่วนที่ถูกล้างในน้ำแห้งในแอลกอฮอล์ ล้างในไซลีนและเมาท์ใน dpx

.